30 um Streptavidin-Mikrosphären SAPS30UM-10 1 %

30 µm Streptavidin-Mikrosphären für die biologische Forschung

SHBC SAPS30UM-10 Streptavidin-Mikrokügelchen sind oberflächenfunktionalisierte Mikrokügelchen mit einer Größe von 30 µm, die für die Immobilisierung biotinylierter Antikörper, Antigene, Proteine, Peptide, Enzyme, Rezeptoren, Oligonukleotide, DNA, RNA, Aptamere und anderer mit Biotin markierter Moleküle entwickelt wurden.

Das Produkt wird als Suspension mit 1 % Feststoffgehalt geliefert und ist für die Entwicklung biologischer Assays, die Immobilisierung von Biomolekülen, die Affinitätsinteraktionsforschung, die Mikroskopie, Studien zur Zell-Partikel-Interaktion, die Erfassung von Nukleinsäuren, die Mikrofluidik, die Agglutinationsforschung, partikelbasierte Biosensoren und die Herstellung von Forschungsreagenzien konzipiert.

Der Durchmesser von 30 µm sorgt für eine große Einzelpartikeloberfläche und macht die Mikrokügelchen vergleichsweise einfach zu beobachten und in Mikroskopie- und bildbasierten Systemen zu manipulieren. Die große Partikelgröße kann auch die Modellierung von Zellgrößenbereichen, die Analyse einzelner Partikel, größencodierte Tests und biologische Forschung unterstützen, die klar identifizierbare Mikrokügelchen erfordert.

Shanghai SanYu Biotechnology Co., Ltd. unterstützt die Bewertung von Forschungsproben, die Entwicklung im Pilotmaßstab, die wiederholte Herstellung, OEM-Kooperationen, Private-Label-Projekte und die Massenlieferung für Biotechnologieunternehmen, Universitäten, Forschungsinstitute, Reagenzienentwickler, Instrumentenhersteller und biologische Forschungsorganisationen.

Schnelle Produktantwort

SAPS30UM-10 ist eine 30 µm große, mit Streptavidin beschichtete Mikrokügelchensuspension mit einem Feststoffgehalt von 1 %. Seine Streptavidin-funktionale Oberfläche fängt biotinylierte Biomoleküle für die Immobilisierung von Antikörpern und Proteinen, das Einfangen von Nukleinsäuren, biologische Tests, Mikroskopie, Zell-Partikel-Wechselwirkungsstudien, Mikrofluidik, Agglutinationsforschung und die Entwicklung partikelbasierter Detektionssysteme ein.

Produkt-Highlights

• Produktname: 30 µm Streptavidin-Mikrosphären

• Katalognummer: SAPS30UM-10

• Marke: SHBC

• Hersteller: Shanghai SanYu Biotechnology Co., Ltd.

• Nomineller Partikeldurchmesser: 30 µm

• Oberflächenmodifikation: Streptavidin

• Feststoffgehalt: 1 %

• Bindungsprinzip: Streptavidin-Biotin-Affinität

• Physische Form: Wässrige Mikrokügelchen-Suspension

• Hauptanwendung: Biologische Forschung und perlenbasierte Tests

• Lieferfähigkeit: Muster, Pilotchargen und Massenproduktion

• Individualisierung: Verfügbar je nach technischer Machbarkeit

• Verwendungszweck: Nur für Forschungszwecke

Was sind SAPS30UM-10 Streptavidin-Mikrosphären?

SAPS30UM-10 besteht aus 30 µm großen Mikrokügelchen mit auf der Partikeloberfläche immobilisiertem Streptavidin.

Die Streptavidin-Beschichtung stellt Bindungsstellen für biotinylierte Moleküle bereit. Forscher können einen ausgewählten biotinylierten Antikörper, ein Protein, ein Peptid, eine Nukleinsäuresonde, ein Aptamer, einen Rezeptor, ein Lektin, einen Liganden oder ein anderes Biomolekül anbringen, ohne die Mikrosphärenoberfläche direkt mit EDC/NHS-Chemie zu aktivieren.

Nachdem ein biotinyliertes Fängermolekül immobilisiert wurde, können die funktionalisierten Partikel als feste Phase dienen für:

• Zielerfassung

• Immobilisierung von Biomolekülen

• Antikörper-Screening

• Proteininteraktionsanalyse

• Nukleinsäurehybridisierung

• Forschung zur Zelloberflächenbindung

• Mikroskopiebasierte Detektion

• Partikelbasierte Biosensoren

• Agglutinationsstudien

• Mikrofluidische Forschung

• Bildbasierte biologische Tests

• Experimente zur Affinitätserfassung

Zu den potenziellen biotinylierten Fängermolekülen gehören:

• Monoklonale Antikörper

• Polyklonale Antikörper

• Rekombinante Antikörper

• Antikörperfragmente

• Antigene

• Rekombinante Proteine

• Peptide

• Enzyme

• Rezeptoren

• Lektine

• Wachstumsfaktoren

• Oligonukleotidsonden

• DNA-Sonden

• RNA-Sonden

• PCR-Produkte

• Aptamere

• Biotinylierte kleine Moleküle

Mit Streptavidin beschichtete Mikrosphären werden häufig als Matrix zur Immobilisierung biotinylierter Antikörper, Proteine ​​und Nukleinsäuresonden verwendet. Die endgültige Leistung hängt von der Streptavidin-Beschichtung, der Ligandenbiotinylierung, der Oberflächenzugänglichkeit, dem Puffer, den Misch- und Waschbedingungen ab.

Der Partikeldurchmesser von 30 µm bietet mehr physikalische Oberfläche pro einzelnem Partikel als kleinere Mikrokügelchen. Allerdings liefern größere Mikrokügelchen bei gleicher Massenkonzentration weniger Einzelpartikel als kleinere Mikrokügelchen.

SAPS30UM-10 eignet sich daher besonders, wenn das Projekt folgende Prioritäten setzt:

• Große Oberfläche pro einzelnem Partikel

• Direkte optische Beobachtung

• Einzelpartikelanalyse

• Partikelmodellierung im Zellgrößenbereich

• Größenbasierte Partikeldifferenzierung

• Kontrollierte Partikelmanipulation

• Mikroskopie und Bildgebung

• Mikrofluidischer Transport

• Agglutination großer Partikel

• Einfache visuelle Bestätigung der Partikelrückgewinnung

SAPS30UM-10 wird als Forschungsrohstoff geliefert. Es sollte nicht automatisch als fertiges diagnostisches Reagenz, zertifizierter Partikelstandard, absolute Zählperle, magnetische Trennperle oder fluoreszierende Codierungsperle beschrieben werden, es sei denn, diese Merkmale sind ausdrücklich in der endgültigen technischen Spezifikation enthalten.

Technische Spezifikationen SAPS30UM-10

Die folgenden Werte sollten anhand der endgültigen Produktspezifikation oder des chargenspezifischen Analysezertifikats bestätigt werden:

• Partikelmatrix

• Mittlerer Partikeldurchmesser

• Partikelgrößenbereich

• Partikelgrößenverteilung

• Variationskoeffizient der Partikelgröße

• Partikelmorphologie

• Partikeldichte

• Streptavidin-Beschichtungsniveau

• Biotin-Bindungskapazität

• Teilchenzahlkonzentration

• Aufhängepuffer

• Puffer-pH

• Stabilisator oder Tensid

• Konservierungsmittel

• Empfohlene Wiederherstellungsmethode

• Packungsgröße

• Haltbarkeit

• Lagerbedingungen

Auf den Seiten direkter Wettbewerber werden im Bereich der Produktspezifikationen häufig der genaue Durchmesser, die Oberflächenfunktionalität, die Konzentration, die Packungsgröße und die technische Dokumentation offengelegt. Die gleiche Informationsarchitektur sollte für SAPS30UM-10 verwendet werden, sobald die entsprechenden SHBC-Testdaten verfügbar sind.

Die Biotin-Bindungskapazität sollte zusammen mit Folgendem angegeben werden:

• Art der biotinylierten Testsonde

• Molekulargewicht der Sonde

• Biotinylierungsgrad

• Bindungspuffer

• Inkubationszeit

• Inkubationstemperatur

• Waschvorgang

• Erkennungsmethode

• Berechnungsgrundlage

• Chargenspezifisches Ergebnis

Der Feststoffwert von 1 % allein kann weder die Partikelanzahlkonzentration noch die verfügbare Biotin-Bindungskapazität bestimmen.

Wie die Streptavidin-Biotin-Bindung funktioniert

Streptavidin ist ein Biotin-bindendes Protein, das eine stabile, nichtkovalente Bindung biotinylierter Moleküle an eine Mikrosphärenoberfläche ermöglicht.

Wenn ein biotinylierter Ligand mit SAPS30UM-10 gemischt wird, bindet die Biotingruppe an verfügbare Streptavidinstellen auf dem Partikel.

Die allgemeine Struktur kann wie folgt dargestellt werden:

Mikrosphärenoberfläche – Streptavidin – Biotin – Fängermolekül

Für einen Antikörper-basierten Sandwich-Assay kann die Struktur wie folgt aussehen:

Mikrosphäre – Streptavidin – Biotinylierter Capture-Antikörper – Zielantigen – Erkennungsantikörper

Der Nachweisantikörper kann einen fluoreszierenden, enzymatischen, kolorimetrischen, chemilumineszierenden oder anderen messbaren Reporter tragen.

Vorteile der Streptavidin-Biotin-Immobilisierung

• Eine direkte EDC/NHS-Aktivierung ist normalerweise nicht erforderlich, um einen biotinylierten Liganden zu laden.

• Eine Mikrosphärenplattform kann mit verschiedenen biotinylierten Biomolekülen verwendet werden.

• Es können Antikörper, Proteine, Peptide und Nukleinsäuresonden immobilisiert werden.

• Die Ligandenbeladung kann unter relativ milden wässrigen Bedingungen durchgeführt werden.

• Das Fängermolekül kann geändert werden, ohne dass das Basispartikel neu gestaltet werden muss.

• Das System unterstützt die modulare Assay-Entwicklung.

• Die Ligandenbeladung kann getrennt von der Zielerkennung optimiert werden.

• Mit demselben Fängerpartikel können unterschiedliche Reportersysteme verwendet werden.

• Die Plattform kann Einzelziel- und Multiplex-Forschung unterstützen.

Faktoren, die die Bindungsleistung beeinflussen

Die endgültige Bindung und die Testleistung können beeinträchtigt werden durch:

• Streptavidin-Beschichtungsdichte

• Streptavidin-Aktivität

• Anzahl der Biotingruppen pro Ligand

• Lage der Biotingruppen

• Zugänglichkeit von Biotin

• Distanzstücklänge

• Molekulargröße des Liganden

• Ligandenreinheit

• Ligandenaggregation

• Überfüllung an der Oberfläche

• Pufferzusammensetzung

• Salzkonzentration

• Inkubationszeit

• Inkubationstemperatur

• Mischmethode

• Absetzen der Partikel

Freies Biotin kann verfügbare Streptavidin-Stellen besetzen und die Beladung mit Fängerliganden verringern. Biotinylierte Moleküle sollten daher gereinigt werden, wenn möglicherweise restliches freies Biotin oder überschüssiges Biotinylierungsreagenz vorhanden ist.

Warum sollten Sie sich für 30-µm-Streptavidin-Mikrosphären entscheiden?

Große Oberfläche pro einzelnem Partikel

Eine 30-µm-Mikrokugel bietet eine größere physikalische Oberfläche pro einzelnem Partikel als eine 20-µm-, 10-µm-, 5-µm- oder 3-µm-Mikrokugel.

Dies kann nützlich sein, wenn:

• Pro einzelnem Partikel ist eine große Menge an Fängermolekülen erforderlich

• Eine starke Signalerzeugung pro Partikel ist erwünscht

• Einzelne Partikel werden separat analysiert

• Die Verteilung der Oberflächenbindung wird mikroskopisch beobachtet

• Es ist ein synthetisches Modell im Zellgrößenbereich erforderlich

• Lokalisierte Bindungen oder Oberflächenmuster werden untersucht

Ein größerer Partikel bietet nicht unbedingt eine größere Gesamtoberfläche pro Masseneinheit. Kleinere Partikel liefern normalerweise mehr Partikel bei gleicher Massenkonzentration.

Hervorragende Mikroskopsichtbarkeit

Aufgrund des Durchmessers von 30 µm lassen sich einzelne Partikel mit geeigneter optischer Mikroskopie vergleichsweise leicht lokalisieren.

Mögliche bildgebende Verfahren sind:

• Hellfeldmikroskopie

• Phasenkontrastmikroskopie

• Fluoreszenzmikroskopie

• Konfokale Mikroskopie

• Bildgebende Durchflusszytometrie

• Automatisiertes High-Content-Imaging

Mikroskopie kann zur Beurteilung verwendet werden:

• Partikelmorphologie

• Oberflächenfluoreszenz

• Ligandenverteilung

• Aggregation

• Zell-Partikel-Wechselwirkungen

• Partikelrückgewinnung

• Differenzierung nach Größe

• Mikrofluidische Bewegung

Geeignet für die Erforschung von Zellgrößenbereichen

Der Partikeldurchmesser von 30 µm liegt im Größenbereich vieler großer Zellen und zellähnlicher biologischer Strukturen.

Mögliche Forschungsrichtungen sind:

• Studien zu synthetischen Zellmodellen

• Partikeltransport in Zellgröße

• Zell-Partikel-Kontaktforschung

• Phagozytose- und Aufnahmestudien

• Bindung an Zelloberflächenrezeptoren

• Forschung zur Immun-Zell-Interaktion

• Mikrofluidische Zellmodelltests

• Entwicklung von Bildgebungssystemen

Synthetische Mikrosphären reproduzieren nicht alle optischen, mechanischen, chemischen oder biologischen Eigenschaften lebender Zellen. Die Eignung als Zellmodell muss für das geplante Projekt validiert werden.

Klare Partikelidentifikation

Die große Partikelgröße ermöglicht die visuelle Trennung von SAPS30UM-10 von vielen kleinen Hintergrundpartikeln und Ablagerungen.

Dies kann nützlich sein in:

• Mikroskopie

• Automatisierte Bildgebung

• Partikelzählung

• Mikrofluidische Sortierung

• Agglutinationsanalyse

• Größenkodierte Tests

• Verfolgung einzelner Partikel

Praktische Wiederherstellung und Manipulation

Große Partikel können durch eine optimierte Zentrifugation, Filtration, Sedimentation oder Partikelauswahlmethode zurückgewonnen werden.

Die am besten geeignete Methode hängt ab von:

• Partikelmaterial

• Partikeldichte

• Verarbeitungsvolumen

• Zentrifugalkraft

• Zentrifugationszeit

• Porengröße filtern

• Rohrgeometrie

• Pufferviskosität

• Tensidkonzentration

• Erforderliche Partikelrückgewinnung

Geeignet für größencodierte Multiplex-Forschung

Eine 30-µm-Population kann in Forschungssystemen, die Partikel nach Größe unterscheiden, mit kleineren Mikrosphärenpopulationen kombiniert werden.

Mögliche Anwendungen sind:

• Multianalyt-Assays

• Interne Prozesskontrollen

• Bildbasierte Multiplex-Assays

• Mikrofluidische Sortierung

• Experimente zur Partikelverfolgung

• Mehrere Populationen von Fängerliganden

Hauptmerkmale und Vorteile

30 µm nominaler Partikeldurchmesser

Die große Partikelgröße unterstützt die direkte Beobachtung, die Analyse einzelner Partikel, die größenbasierte Identifizierung und die biologische Forschung im Zellgrößenbereich.

Streptavidin-funktionale Oberfläche

Die Oberfläche fängt biotinylierte Antikörper, Antigene, Proteine, Peptide, Enzyme, Rezeptoren, Oligonukleotide, DNA, RNA, Aptamere und andere biotinhaltige Moleküle ein.

1 % Feststoffsuspension

SAPS30UM-10 wird mit 1 % Feststoffgehalt geliefert und kann je nach erforderlicher Partikelanzahl, Reaktionsvolumen, Bindungskapazität und Nachweismethode verdünnt werden.

Einfache Ligandenimmobilisierung

Biotinylierte Fängermoleküle können ohne direkte chemische Aktivierung der Mikrosphärenoberfläche durch den Endbenutzer angebracht werden.

Große Oberfläche pro Partikel

Jede 30-µm-Mikrokugel bietet eine vergleichsweise große physikalische Oberfläche für die Ligandenimmobilisierung und die partikelassoziierte Signalerzeugung.

Mehrere Erkennungsplattformen

Die Mikrosphären können bewertet werden mit:

• Optische Mikroskopie

• Fluoreszenzmikroskopie

• Konfokale Mikroskopie

• Bildgebende Durchflusszytometrie

• Konventionelle Durchflusszytometrie, sofern die Fluidik dies zulässt

• Mikrofluidische Systeme

• Plattenbasierte Bildgebung

• Partikelzählsysteme

• Kolorimetrische Erkennung

• Fluoreszenzerkennung

• Agglutinationsbildgebung

Modulare Plattform für biologische Tests

Die gleiche Partikelplattform kann für verschiedene Forschungsprojekte mit unterschiedlichen biotinylierten Fängermolekülen kombiniert werden.

Fähigkeit zur Massenfertigung

SHBC unterstützt Labormuster, Pilotchargen, wiederholte Herstellung, OEM-Kooperation und Massenlieferung.

Benutzerdefinierte Entwicklungsoptionen

Partikeldurchmesser, Streptavidinbeladung, Bindungskapazität, Feststoffgehalt, Puffer, Konservierungsmittel, Fluoreszenzkodierung, sichtbare Farbe, Verpackungs- und Freisetzungsspezifikationen können für qualifizierte Projekte besprochen werden.

Anwendungen in der biologischen Forschung

Bead-basierte Immunoassay-Entwicklung

SAPS30UM-10 kann als Festphase in Sandwich-, indirekten, kompetitiven oder Partikelagglutinations-Forschungstests verwendet werden.

Ein typischer Sandwich-Assay kann Folgendes umfassen:

1. Immobilisierung eines biotinylierten Fängerantikörpers.

2. Blockierung der verbleibenden Partikeloberfläche.

3. Inkubation mit der Testprobe.

4. Erfassung des Zielanalyten.

5. Zugabe eines markierten Nachweisantikörpers.

6. Entfernung ungebundener Reagenzien.

7. Messung des partikelassoziierten Signals.

Mögliche Forschungsziele sind:

• Antikörper

• Antigene

• Zytokine

• Hormone

• Wachstumsfaktoren

• Enzyme

• Biomarker

• Pathogen-assoziierte Proteine

• Lebensmittelsicherheitsanalyten

• Umweltziele

• Veterinärmedizinische Forschungsziele

• Forschungsverbindungen

Kompetitive Bindungstests

Kompetitive Assay-Formate können ausgewertet werden für:

• Kleine Moleküle

• Haptene

• Peptide

• Drogen

• Giftstoffe

• Hormone

• Metaboliten

• Ziele mit begrenzt zugänglichen Bindungsstellen

Die Beziehung zwischen Zielkonzentration und Signal hängt vom spezifischen Assay-Design ab.

Antikörperimmobilisierung und -screening

Biotinylierte Antikörper können angebracht werden für:

• Antigennachweis

• Antikörper-Screening

• Hybridom-Screening

• Spezifitätsstudien

• Kreuzreaktivitätsbewertung

• Affinitätsvergleich

• Auswahl von Capture-Antikörpern

• Machbarkeitsprüfung von Assays

• Biomarkerforschung

Protein- und Peptid-Wechselwirkungsforschung

Biotinylierte Proteine ​​und Peptide können immobilisiert werden, um Folgendes zu untersuchen:

• Antikörper-Antigen-Wechselwirkungen

• Protein-Protein-Bindung

• Rezeptor-Ligand-Wechselwirkungen

• Epitoperkennung

• Enzym-Substrat-Bindung

• Inhibitor-Screening

• Arzneimittelkandidatenbindung

• Vergleich der Proteinaffinität

Einfangen und Hybridisieren von Nukleinsäuren

Biotinylierte Oligonukleotide, DNA, RNA, PCR-Produkte und Aptamere können an SAPS30UM-10 angehängt werden.

Mögliche Anwendungen sind:

• Sequenzspezifische Erfassung

• Entwicklung eines Hybridisierungsassays

• PCR-Produkterfassung

• Genotypisierungsforschung

• Mutationserkennungsforschung

• Aptamerbasierter Nachweis

• DNA-Protein-Interaktionsanalyse

• RNA-Bindungsforschung

• Entwicklung molekularer Assays

Zell-Partikel-Interaktionsforschung

Bei Beschichtung mit einem geeigneten biotinylierten Antikörper, Rezeptor, Lektin, Liganden oder Peptid kann SAPS30UM-10 auf Interaktion mit Zellen untersucht werden.

Mögliche Forschungsrichtungen sind:

• Erkennung von Zelloberflächenrezeptoren

• Zelladhäsion

• Ligandenvermittelte Zellbindung

• Immun-Zell-Interaktion

• Zellaufnahme

• Phagozytose

• Partikelinternalisierung

• Forschung zur Zellsortierung

• Forschung zu synthetischen Antigen-präsentierenden Partikeln

Zu den wichtigen Variablen gehören:

• Fängerligandendichte

• Partikel-zu-Zellen-Verhältnis

• Zellkonzentration

• Inkubationszeit

• Inkubationstemperatur

• Mischmethode

• Waschbedingungen

• Lebensfähigkeit der Zellen

• Partikelaggregation

• Unspezifische Bindung

Mikroskopie und High-Content-Bildgebung

Die 30-µm-Partikel können Folgendes unterstützen:

• Hellfeld-Bildgebung

• Phasenkontrastbildgebung

• Fluoreszenzbildgebung

• Konfokale Mikroskopie

• High-Content-Screening

• Partikellokalisierung

• Bildgebung der Zell-Partikel-Interaktion

• Oberflächenbindungsanalyse

• Automatisierte Partikelklassifizierung

Mikrofluidische Forschung

SAPS30UM-10 kann evaluiert werden in:

• Studien zum Partikeltransport

• Mikrokanal-Strömungsforschung

• Größenbasierte Trennung

• Partikeleinfang

• Hydrodynamische Fokussierung

• Bildgebung in mikrofluidischen Geräten

• Manipulation von Partikeln in Zellgröße

• Geräteleistungstests

Der engste Kanal, das engste Ventil, der engste Filter und der engste Anschluss müssen mit 30-µm-Partikeln kompatibel sein.

Agglutinationsforschung

Große Streptavidin-Mikrokügelchen können in Forschungsmethoden evaluiert werden, bei denen Zielbindungs- oder Brückenmoleküle messbare Partikelcluster erzeugen.

Agglutination kann analysiert werden durch:

• Optische Mikroskopie

• Automatisierte Bildgebung

• Lichtstreuung

• Sedimentationsmuster

• Änderungen der Partikelanzahl

• Bildanalysealgorithmen

Der Zusammenhang zwischen Aggregation und Analytkonzentration muss experimentell optimiert werden.

Partikelbasierte Biosensoren

SAPS30UM-10 kann als sichtbarer Festphasenträger dienen in:

• Optische Biosensoren

• Bildbasierte Biosensoren

• Mikrofluidische Biosensoren

• Fluoreszenzpartikeltests

• Enzyme-linked-Partikel-Assays

• Studien zur Oberflächenbindung

Kompatible biotinylierte Biomoleküle

Biotinylierte Antikörper

Mögliche Formate sind:

• IgG in voller Länge

• IgM

• Tolle Fragmente

• F(ab′)₂-Fragmente

• Rekombinante Antikörper

• Einkettige variable Fragmente

• Einzeldomänen-Antikörper

• Konstruierte Antikörperformate

Die Antikörperaktivität nach der Immobilisierung hängt ab von:

• Biotinylierungschemie

• Anzahl der Biotingruppen

• Lage der Biotingruppen

• Distanzstücklänge

• Proteinreinheit

• Antikörperaggregation

• Oberflächenbelastung

• Lagerbedingungen

Biotinylierte Proteine

Mögliche Beispiele sind:

• Rekombinante Antigene

• Enzyme

• Zytokine

• Wachstumsfaktoren

• Rezeptoren

• Lektine

• Bindende Proteine

• Fusionsproteine

• Proteinstandards

Biotinylierte Peptide

Mögliche Einsatzmöglichkeiten sind:

• Epitopkartierung

• Antikörper-Screening

• Rezeptorbindungsstudien

• Enzymforschung

• Studien zur Proteininteraktion

• Drogenscreening-Assays

Ein geeigneter Spacer zwischen Biotin und dem Peptid könnte die molekulare Zugänglichkeit verbessern.

Biotinylierte Nukleinsäuren

Zu den kompatiblen Formaten können gehören:

• Einzelsträngige DNA

• Doppelsträngige DNA

• RNA

• Oligonukleotidsonden

• PCR-Amplikons

• Aptamere

• Modifizierte Nukleinsäuresonden

• Capture-Sequenzen

Biotinylierte kleine Moleküle

Kleine biotinylierte Verbindungen können immobilisiert werden, wenn ihre Biotingruppen für die Streptavidin-Oberfläche zugänglich bleiben.

Bei der Methodenentwicklung sollten das Spacer-Design und die molekulare Ausrichtung berücksichtigt werden.

Empfohlenes Beladungsprotokoll für biotinylierte Liganden

Das folgende Verfahren ist ein allgemeiner Ausgangspunkt für die Entwicklung. Die Endbedingungen sollten für das tatsächliche Biomolekül und die Anwendung optimiert werden.

1. SAPS30UM-10 resuspendieren

Lassen Sie die Suspension die empfohlene Verarbeitungstemperatur erreichen.

Durch vorsichtiges Umdrehen, Drehen oder kontrolliertes Vortexen mischen, bis die Suspension homogen ist.

Da sich Partikel mit einer Größe von 30 µm schnell absetzen können, mischen Sie das Material unmittelbar vor jedem Probenahmeschritt.

Halten Sie bei wiederholter Abgabe ein vorsichtiges Mischen aufrecht oder mischen Sie die Suspension vor jedem Aliquot erneut.

2. Berechnen Sie die erforderliche Partikelmenge

Ermitteln Sie die benötigte Menge nach:

• Anzahl der Tests

• Anzahl der pro Test erforderlichen Partikel

• Benötigte Fläche pro Reaktion

• Reaktionsvolumen

• Erwartete Zielkonzentration

• Chargenspezifische Bindungskapazität

• Anzahl der Waschschritte

• Erwarteter Verarbeitungsverlust

Schätzen Sie die Ligandenbeladungskapazität nicht allein anhand der Feststoffkonzentration ab.

3. Übertragen Sie die Mikrosphären

Übertragen Sie das erforderliche Volumen in ein sauberes, wenig bindendes Röhrchen oder Verarbeitungsgefäß.

Verwenden Sie eine Pipettenspitze mit einer Öffnung, die für 30-µm-Partikel geeignet ist.

Vermeiden Sie schmale Spitzen, die den Partikeltransfer einschränken oder zu inkonsistenten Partikelzahlen führen könnten.

4. Waschen Sie die Mikrosphären

Waschen Sie die Partikel mit einem Bindungspuffer, der mit Streptavidin und dem ausgewählten biotinylierten Liganden kompatibel ist.

Vermeiden Sie freies Biotin während der Ligandenimmobilisierung.

Zu den möglichen Wiederherstellungsmethoden gehören:

• Zentrifugation

• Membranfiltration

• Kontrollierte Sedimentation

• Zellsiebbasierte Rückgewinnung

• Andere validierte Fest-Flüssig-Trennmethoden

Die Methode sollte anhand des tatsächlichen Partikelmaterials, der Dichte, des Puffers, des Verarbeitungsvolumens und der erforderlichen Rückgewinnung festgelegt werden.

5. Bereiten Sie den biotinylierten Liganden vor

Verdünnen Sie das ausgewählte Biomolekül in einem kompatiblen Bindungspuffer.

Rezension:

• Ligandenkonzentration

• Biotinylierungsgrad

• Molekulare Reinheit

• Aggregatebene

• Kostenloser Biotingehalt

• Restliches Biotinylierungsreagenz

• Pufferzusätze

• Proteinstabilität

• Nukleinsäurestabilität

6. Fügen Sie den Liganden hinzu

Kombinieren Sie die gewaschenen Partikel mit dem biotinylierten Liganden.

Durch sanftes Drehen, Schaukeln oder kontrolliertes Mischen bleiben die Mikrokügelchen in der Schwebe.

Vermeiden Sie übermäßiges Wirbeln, Schäumen und mechanische Bedingungen, die das Biomolekül beschädigen könnten.

7. Optimieren Sie die Inkubation

Auswerten:

• Mikrosphärenkonzentration

• Ligandenkonzentration

• Ligand-zu-Partikel-Verhältnis

• Inkubationszeit

• Inkubationstemperatur

• Puffer-pH

• Salzkonzentration

• Mischgeschwindigkeit

• Reaktionsvolumen

Kontinuierliches sanftes Mischen ist besonders wichtig für 30-µm-Partikel, da die Sedimentation zu einer ungleichmäßigen Ligandenfreisetzung führen kann.

8. Entfernen Sie den ungebundenen Liganden

Trennen und waschen Sie die Partikel, um ungebundene biotinylierte Moleküle zu entfernen.

Unzureichendes Waschen kann den Hintergrund erhöhen, während übermäßiges Waschen die Partikelrückgewinnung verringern kann.

9. Blockieren Sie die Partikeloberfläche

Inkubieren Sie die mit Liganden beladenen Mikrosphären mit einem anwendungskompatiblen Blockierungsreagenz.

Mögliche blockierende Materialien sind:

• Rinderserumalbumin

• Kasein

• Fischgelatine

• Nichtimmunes Immunglobulin

• Synthetische Blockpolymere

• Kommerzielle Puffer zur Partikelblockierung

Der Blocker sollte das Signal der negativen Probe reduzieren, ohne die zielspezifische Bindung wesentlich zu verringern.

10. Resuspendieren Sie die vorbereiteten Mikrosphären

Resuspendieren Sie die beschichteten und blockierten Partikel in einem geeigneten Test- oder Lagerpuffer.

Auswerten:

• Partikeldispersion

• Ligandenretention

• Bindungsaktivität

• Unspezifische Bindung

• Partikelrückgewinnung

• Setzverhalten

• Redispergierung

• Kurzfristige Stabilität

• Langzeitstabilität

• Mikrobielle Stabilität

Empfohlener Arbeitsablauf für biologische Tests

1. Bereiten Sie die Capture-Mikrosphären vor

Laden Sie SAPS30UM-10 mit dem ausgewählten biotinylierten Fängermolekül.

Waschen und blockieren Sie die Partikel vor der Probenprüfung.

2. Bereiten Sie die Kontrollen vor

Zu den empfohlenen Kontrollen können gehören:

• Testpuffer-Leerwert

• Streptavidin-Mikrosphären ohne Fängerligand

• Mit Fängerliganden beladene Mikrosphären ohne Ziel

• Negative Probe

• Positive Probe

• Kontrolle nur für Reporter

• Isotypkontrolle

• Nicht relevante biotinylierte Ligandenkontrolle

• Unbeschriftete Zielkontrolle

• Einfarbige Kontrollen bei Verwendung von Fluoreszenz

3. Fügen Sie die Testprobe hinzu

Kombinieren Sie die vorbereiteten Mikrokügelchen mit der Testprobe.

Optimieren:

• Probenvolumen

• Probenverdünnung

• Partikelkonzentration

• Partikel pro Reaktion

• Zielkonzentrationsbereich

• Inkubationszeit

• Inkubationstemperatur

• Mischmethode

• Beispielmatrix

Behalten Sie während der gesamten Inkubation ein sanftes Mischen bei.

4. Waschen Sie die Partikel

Entfernen Sie ungebundene Probenbestandteile unter Beibehaltung einer akzeptablen Wiederfindung.

Aufzeichnen:

• Anzahl der Wäschen

• Waschpufferzusammensetzung

• Waschvolumen

• Trennmethode

• Restvolumen des Überstandes

• Mischvorgang

5. Fügen Sie das Nachweisreagenz hinzu

Fügen Sie einen fluoreszierenden, enzymatischen, kolorimetrischen, chemilumineszierenden oder anderen kompatiblen Reporter hinzu.

Das ausgewählte Detektionssystem muss mit der vorgesehenen Testplattform übereinstimmen.

6. Inkubieren und waschen

Optimieren Sie die Reporterkonzentration und die Inkubationszeit.

Entfernen Sie ungebundenes Nachweisreagenz, um den Hintergrund zu reduzieren.

7. Zur Erkennung resuspendieren

Resuspendieren Sie die Partikel in einem sauberen Detektionspuffer.

Mischen Sie unmittelbar, bevor Sie die Probe in das Instrument, den Objektträger, die Mikroplatte oder die Bildgebungskammer übertragen.

8. Messen Sie das Signal

Mögliche analytische Ergebnisse sind:

• Mittlere Partikelfluoreszenz

• Mittlere Partikelfluoreszenz

• Prozentsatz positiver Partikel

• Oberflächenfluoreszenzverteilung

• Signal-Hintergrund-Verhältnis

• Partikelassoziierte Enzymaktivität

• Farbintensität

• Agglutinationsgrad

• Änderungen der Partikelanzahl

• Dosis-Wirkungs-Kurve

• Assay-Präzision

• Erholung

• Spezifität

• Kreuzreaktivität

9. Analysieren Sie die Ergebnisse

Legen Sie mithilfe geeigneter Kontrollen positive und negative Schwellenwerte fest.

Definieren Sie kein positives Ergebnis anhand der Testprobe allein.

Handhabung, Mischen und Probenahme von 30-µm-Mikrokügelchen

Schnelles Einschwingen

Die 30 µm großen Mikrokügelchen können sich schneller absetzen als kleinere Partikel.

Das Absetzen kann Folgendes verursachen:

• Ungleiche Partikelkonzentrationen

• Variation zwischen Aliquots

• Inkonsistente Ligandenbeladung

• Unterschiedliche Partikelanzahlen zwischen Reaktionen

• Ungleichmäßige Belastung der Probe

• Variable Assay-Signale

• Reduzierte Reproduzierbarkeit

Aufrechterhaltung einer einheitlichen Federung

Geeignete Mischmethoden können sein:

• Sanfte Inversion

• End-über-End-Rotation

• Langsames orbitales Mischen

• Sanftes Schaukeln

• Kontrolliertes Vortexen vor der Probenahme

• Intermittierendes Pipettenmischen

Vermeiden Sie heftiges Mischen, das Schaum erzeugt oder Proteinreagenzien beschädigt.

Konsistentes Pipettieren

Bei wiederholter Abgabe:

1. Die Brühe gründlich vermischen.

2. Das erforderliche Volumen zeitnah absaugen.

3. Geben Sie das gesamte Volumen ab.

4. Vor dem nächsten Aliquot erneut mischen.

5. Verwenden Sie für alle Proben die gleiche Pipettiertechnik.

Bei großen Chargen kann ein validiertes langsames Mischsystem dazu beitragen, während des Abfüllens eine konstante Partikelkonzentration aufrechtzuerhalten.

Auswahl der Pipettenspitze

Verwenden Sie Spitzen mit einer ausreichend großen Öffnung für eine uneingeschränkte Partikelbewegung.

Sehr schmale Spitzen können:

• Partikel zurückhalten

• Erzeugen Sie ungleiche Partikelzahlen

• Fördern Sie die Aggregation

• Reduzieren Sie die Liefergenauigkeit

• Erhöhen Sie die Variation zwischen den Proben

Partikelrückgewinnungs- und Waschmethoden

Zentrifugation

Zentrifugation kann verwendet werden, wenn die Partikeldichte und die Suspensionsformulierung eine effiziente Rückgewinnung ermöglichen.

Die minimal wirksame Zentrifugalkraft und -zeit sollte experimentell ermittelt werden.

Ein idealer Zustand sollte Folgendes bieten:

• Akzeptable Partikelrückgewinnung

• Ein handliches Partikelpellet

• Einfache Redispergierung

• Minimale Aggregation

• Begrenzter Schaden an Biomolekülen

Filtration

Zum Waschen oder Rückgewinnen kann eine Membran, ein Netz oder ein Zellsieb mit geeigneter Porengröße verwendet werden.

Bestätigen:

• Partikelrückhaltung

• Geringe unspezifische Adsorption von Biomolekülen

• Akzeptable Partikelrückgewinnung

• Einfaches Lösen von der Membran

• Kompatibilität mit dem Verarbeitungsvolumen

Kontrollierte Sedimentation

Für ausgewählte Arbeitsabläufe können natürliche oder beschleunigte Sedimentation geeignet sein.

Eine auf Sedimentation basierende Rückgewinnung kann die mechanische Belastung verringern, kann jedoch längere Verarbeitungszeiten und eine sorgfältige Kontrolle der Entfernung des Überstands erfordern.

Manuelle Partikelauswahl

In Mikroskopie- oder Einzelpartikelprojekten können einzelne Mikrokügelchen manipuliert werden mit:

• Mikropipetten

• Mikrokapillaren

• Mikromanipulationssysteme

• Optische oder mechanische Geräte zur Partikelaufnahme

Magnetische Trennung

Man sollte nicht davon ausgehen, dass SAPS30UM-10 magnetisch ist.

Eine magnetische Trennung ist nur dann sinnvoll, wenn in der Produktspezifikation ausdrücklich angegeben ist, dass die Partikel eine magnetische Komponente enthalten.

Mikroskopie, Durchflusszytometrie und mikrofluidische Detektion

Optische Mikroskopie

Die 30-µm-Partikel können im Allgemeinen mit der herkömmlichen optischen Mikroskopie beobachtet werden.

Mögliche Einsatzmöglichkeiten sind:

• Bewertung der Morphologie

• Gesamtinspektion

• Partikelzählung

• Oberflächenbindende Visualisierung

• Analyse der Zell-Partikel-Interaktion

• Wiederherstellungsbewertung

• Beobachtung der Größenverteilung

Fluoreszenzmikroskopie

Wenn das Partikel einen fluoreszierenden Reporter, einen internen Farbstoff oder ein fluoreszenzmarkiertes Ziel trägt, kann die Fluoreszenzmikroskopie verwendet werden, um Folgendes zu bewerten:

• Oberflächensignal

• Verbindliche Einheitlichkeit

• Positive und negative Partikel

• Zell-Partikel-Wechselwirkungen

• Multiplex-Populationen

• Lokalisierung von Reportern

Konfokale Mikroskopie

Konfokale Bildgebung kann helfen, oberflächenassoziierte Fluoreszenz von Fluoreszenz in der umgebenden Lösung zu unterscheiden und kann die dreidimensionale Analyse der partikelassoziierten Bindung unterstützen.

Durchflusszytometrie

SAPS30UM-10 kann nur dann durchflusszytometrisch bewertet werden, wenn die Fluidik des Instruments mit 30-µm-Partikeln kompatibel ist.

Bestätigen Sie vor dem Test Folgendes:

• Probenschlauchdurchmesser

• Abmessungen der Durchflusszelle

• Düsen- oder Öffnungsgröße

• Schmalster Fluidweg

• Partikelkonzentration

• Aggregatebene

• Probenflussrate

• Detektorreichweite

Einige herkömmliche Durchflusszytometer sind für Partikel dieser Größe möglicherweise nicht geeignet. Vor der routinemäßigen Verwendung sollte die Kompatibilität des Instruments bestätigt werden.

Bildgebende Durchflusszytometrie

Die große Partikelgröße eignet sich möglicherweise gut für kompatible Bildgebungs-Durchflusszytometrieplattformen, die morphologische Bilder mit Fluoreszenzmessung kombinieren.

Mikrofluidische Systeme

Bevor Sie SAPS30UM-10 in einem Mikrofluidikgerät verwenden, stellen Sie sicher, dass:

• Kanäle sind ausreichend breit

• Engstellen können die Partikel passieren

• Ventile und Anschlüsse sind kompatibel

• Filter halten die Partikel nicht unbeabsichtigt fest

• Die gewählte Durchflussmenge begünstigt keine Verstopfung

• Die Aggregation wird ausreichend kontrolliert

Blockierung und unspezifische Bindungskontrolle

Eine unspezifische Adsorption kann den Hintergrund erhöhen und die Empfindlichkeit des Tests verringern.

Mögliche Ursachen sind:

• Unzureichende Blockierung

• Inkompatibles Blockierungsreagenz

• Überschüssiger Fängerligand

• Überschüssiges Nachweisreagenz

• Unzureichendes Waschen

• Aggregierte Antikörper

• Hydrophobe Probenbestandteile

• Hohe Probenproteinkonzentration

• Partikelaggregation

• Proben-Matrix-Interferenz

Screening mehrerer Blockierungsreagenzien

Vergleichen Sie mehrere blockierende Formulierungen.

Der bevorzugte Blocker sollte das Signal der negativen Probe reduzieren und gleichzeitig die zielspezifische Bindung aufrechterhalten.

Optimieren Sie die Beladung mit Capture-Liganden

Eine maximale Ligandenbeladung führt nicht immer zu einer maximalen Testleistung.

Übermäßige Belastung kann:

• Verursacht sterische Überfüllung

• Reduzieren Sie die Zugänglichkeit des Ziels

• Erhöhen Sie den Reagenzienverbrauch

• Erhöhen Sie unspezifische Interaktionen

• Erhöhen Sie die Assay-Variation

Titrieren Sie das Nachweisreagenz

Überschüssiges Nachweisreagenz kann den Hintergrund erhöhen.

Testen Sie mehrere Reporterkonzentrationen mithilfe von Positiv- und Negativkontrollen.

Optimieren Sie das Waschen

Auswerten:

• Anzahl der Waschschritte

• Waschpufferzusammensetzung

• Waschvolumen

• Trennmethode

• Mischmethode

• Restlicher Überstand

• Partikelrückgewinnung

Bewerten Sie Reinigungsmittel sorgfältig

Eine kleine Menge eines kompatiblen Reinigungsmittels kann die Partikeldispersion verbessern und die unspezifische Adsorption verringern.

Zu viel Reinigungsmittel kann die Wechselwirkungen zwischen Biomolekülen oder Nachweisreagenzien beeinträchtigen.

Vergleich von 30µm, 20µm und 10µm Mikrosphären

Wählen Sie SAPS30UM-10, wenn:

• Bevorzugt wird eine maximale Oberfläche pro einzelnem Mikrokügelchen.

• Die direkte Mikroskopie ist eine primäre Nachweismethode.

• Es ist ein Partikelmodell mit großem Zellgrößenbereich erforderlich.

• Wichtig ist die Einzelpartikelanalyse.

• Es ist eine eindeutige größenbasierte Identifizierung erforderlich.

• Mikrofluidische Manipulation wird untersucht.

• Geplant ist die Erforschung der Agglutination großer Partikel.

• Eine starke visuelle Bestätigung der Genesung ist hilfreich.

Wählen Sie SAPS20UM-10, wenn:

• Es ist eine große Mikrosphäre mit etwas einfacherer Flüssigkeitskompatibilität erforderlich.

• Mikroskopie und Zellgrößenbereichsforschung sind wichtig.

• Eine geringere Sedimentation als 30-µm-Partikel wird bevorzugt.

• Es ist eine größere Teilchenzahl pro Masseneinheit erforderlich.

Wählen Sie SAPS10UM-10, wenn:

• Die konventionelle Durchflusszytometrie ist eine primäre Nachweismethode.

• Es sind mehr Teilchen pro Masseneinheit erforderlich.

• Eine geringere Sedimentation wird bevorzugt.

• Es werden kleinere Reaktionsvolumina verwendet.

• Eine einfachere Flüssigkeitskompatibilität ist wichtig.

Die endgültige Partikelgröße sollte entsprechend der biologischen Anwendung, der Detektionsplattform, der erforderlichen Partikelanzahl, der Ligandenbeladung, dem Absetzverhalten, der Rückgewinnungsmethode und der Gerätekompatibilität ausgewählt werden.

Qualitätskontrolle und Chargenkonsistenz

Zu den möglichen Qualitätskontrollparametern für SAPS30UM-10 gehören:

• Mittlerer Partikeldurchmesser

• Partikelgrößenbereich

• Partikelgrößenverteilung

• Variationskoeffizient der Partikelgröße

• Partikelmorphologie

• Aussehen der Federung

• Feststoffgehalt

• Konsistenz der Streptavidin-Beschichtung

• Biotin-Bindungskapazität

• Partikeldispersion

• Aggregatebene

• Absetzrate

• Redispergierleistung

• Partikelrückgewinnung

• Hintergrundsignal

• Unspezifische Bindung

• Mikrobielle Kontrolle

• Verpackungsintegrität

• Lagerstabilität

• Konsistenz von Charge zu Charge

Partikelgrößenprüfung

Die Charakterisierung der Partikelgröße kann Folgendes umfassen:

• Mittlerer Durchmesser

• Mittlerer Durchmesser

• Minimale und maximale Größe

• Größenverteilung

• Variationskoeffizient

• Ergebnisse der Mikroskopie

• Instrumentelle Partikelgrößenanalyse

Bei der Angabe von Partikelgrößendaten ist die Messmethode anzugeben.

Biotin-Bindungskapazität

Die Bindungskapazität sollte mithilfe einer definierten biotinylierten Sonde gemessen werden.

Das Ergebnis kann beeinflusst werden durch:

• Sondentyp

• Molekulare Größe

• Biotinylierungsgrad

• Reinheit der Sonde

• Inkubationsbedingungen

• Pufferzusammensetzung

• Waschvorgang

• Erkennungsmethode

• Berechnungsgrundlage

Mit unterschiedlichen Sonden oder Testmethoden ermittelte Bindungswerte sind möglicherweise nicht direkt vergleichbar. Bangs Laboratories meldet ebenfalls die chargenspezifische Bindungskapazität anhand des Analysezertifikats, anstatt sich nur auf nominale Partikeleigenschaften zu verlassen.

Funktionale Qualitätskontrolle

Ein funktioneller QC-Assay kann Folgendes bewerten:

• Bindung einer standardisierten biotinylierten Sonde

• Prozentsatz positiver Partikel

• Signalverteilung

• Hintergrundtrennung

• Partikelrückgewinnung

• Gesamtprozentsatz

• Wiederholbarkeit

• Redispergierung nach Lagerung

Stichprobenkonsistenz

Da sich Partikel mit einer Größe von 30 µm relativ schnell absetzen, sollten Abfüll- und Probenahmeverfahren validiert werden.

Mögliche Kontrollen umfassen:

• Kontinuierliches schonendes Mischen während des Abfüllens

• Partikelzahlprüfung zu Beginn, in der Mitte und am Ende der Befüllung

• Überprüfung des Feststoffgehalts

• Visuelle Homogenitätsprüfung

• Vergleich der Partikelanzahl zwischen Behältern

Chargenspezifische Dokumentation

Zu den verfügbaren Unterlagen können gehören:

• Analysezertifikat

• Produktspezifikation

• Ergebnisse zur Partikelgröße

• Ergebnisse zum Feststoffgehalt

• Ergebnisse zur Bindungskapazität

• Sicherheitsdatenblatt

• Handhabungshinweise

• Lagerungsempfehlungen

• Losnummer

• Produktionsdatum

Erforderliche Freigabetests und Abnahmekriterien sollten vor der Massenfertigung vereinbart werden.

Massenfertigung und kundenspezifische Anpassung

Shanghai SanYu Biotechnology Co., Ltd. liefert SHBC-Streptavidin-Mikrosphären für Laborforschung, Pilotentwicklung, wiederholte Produktion und den Großeinkauf von Unternehmen.

Auswertung von Forschungsproben

Proben können ausgewertet werden auf:

• Partikelmorphologie

• Partikelgrößenverteilung

• Partikeldispersion

• Streptavidin-Aktivität

• Beladung mit biotinyliertem Liganden

• Unspezifische Bindung

• Partikelrückgewinnung

• Machbarkeit des Tests

• Mikroskopkompatibilität

• Mikrofluidische Kompatibilität

• Absetzen und Redispergieren

Entwicklung im Pilotmaßstab

Pilotchargen können Folgendes unterstützen:

• Assay-Optimierung

• Überprüfung der Bindungskapazität

• Stabilitätsstudien

• Pufferauswahl

• Konservierungsbewertung

• Verpackungsbewertung

• Entwicklung des Abfüllprozesses

• Entwicklung der Qualitätskontrolle

• Kundenüberprüfung

• Prozessübertragung

Massenproduktion

Die Massenfertigung kann arrangiert werden, nachdem die technischen Anforderungen und Freigabespezifikationen bestätigt wurden.

Bitte geben Sie Folgendes an:

• Benötigte Menge

• Erwarteter Jahresbedarf

• Bevorzugte Packungsgröße

• Beabsichtigte biologische Anwendung

• Erforderlicher Partikeldurchmesser

• Erforderlicher Feststoffgehalt

• Erforderliche Bindungskapazität

• Biotinylierter Ligandentyp

• Pufferanforderungen

• Konservierungsbeschränkungen

• Anforderungen an die Qualitätskontrolle

• Dokumentationsanforderungen

• Lieferplan

• Lieferziel

Benutzerdefinierter Partikeldurchmesser

Alternative Partikelgrößen können je nach Anwendung und Herstellungsmöglichkeit besprochen werden.

Benutzerdefinierte Streptavidin-Beladung

Projektspezifische Streptavidin-Beschichtungsniveaus oder Bindungskapazitätsziele können bewertet werden.

Benutzerdefinierte Fluoreszenz- oder Farbcodierung

Für die Bildgebung und Multiplex-Forschung könnten fluoreszierend kodierte oder sichtbar gefärbte Streptavidin-Mikrokügelchen diskutiert werden.

Mögliche Optionen können sein:

• Alternative Anregungswellenlängen

• Alternative Emissionswellenlängen

• Verschiedene Fluoreszenzfarben

• Mehrere Fluoreszenzintensitäten

• Sichtbare Partikelfarben

• Kundenspezifische Codierungssysteme

Benutzerdefinierter Puffer und Konzentration

Alternative Feststoffkonzentrationen, Pufferformulierungen, Tenside, Konservierungssysteme und Verpackungsformate können bewertet werden.

OEM- und Private-Label-Lieferung

Mögliche Kooperationsformate können sein:

• OEM-Verpackung

• Kundenspezifische Etiketten

• Private-Label-Lieferung

• Kundenspezifische Katalognummern

• Massenlieferung von Rohstoffen

• Maßgeschneiderte technische Dokumente

• Kundenspezifische Release-Spezifikationen

Empfehlungen zur Lagerung und Stabilität

Befolgen Sie das endgültige Produktetikett, das technische Datenblatt und das chargenspezifische Analysezertifikat.

Zu den allgemeinen Empfehlungen gehören:

• Unter den angegebenen Kühlbedingungen lagern.

• Nicht einfrieren, es sei denn, die Gefrier-Tau-Stabilität wurde bestätigt.

• Halten Sie den Behälter fest verschlossen.

• Lagern Sie das Fläschchen aufrecht.

• Vor der Probenahme gründlich mischen.

• Halten Sie die Partikel während der Verarbeitung in Schwebe.

• Verwenden Sie saubere Pipettenspitzen und Röhrchen mit geringer Bindung.

• Vermeiden Sie eine Kontamination der Originalsuspension.

• Lassen Sie die Partikel nicht eintrocknen.

• Vermeiden Sie wiederholte unnötige Temperaturänderungen.

• Verdünntes Material nicht in den Originalbehälter zurückgeben.

• Notieren Sie die Chargennummer und das Öffnungsdatum des Produkts.

In den technischen Leitlinien etablierter Anbieter von Streptavidin-Partikeln wird ebenfalls empfohlen, die Partikel in Flüssigkeit zu halten, um ein Austrocknen und Einfrieren zu verhindern.

Absetzen und Resuspendieren

Da SAPS30UM-10 große Partikel enthält, kann es zu einem schnellen Absetzen kommen.

Vor dem Gebrauch:

1. Lassen Sie die Durchstechflasche die empfohlene Handhabungstemperatur erreichen.

2. Drehen Sie das Fläschchen vorsichtig um oder drehen Sie es.

3. Bei Bedarf kontrolliert vortexen.

4. Stellen Sie sicher, dass die Suspension homogen ist.

5. Unmittelbar vor der Probenahme mischen.

6. Setzen Sie das vorsichtige Mischen während der wiederholten Abgabe fort.

7. Auf irreversible Aggregate prüfen.

Reversibles Absetzen bedeutet nicht zwangsläufig ein Produktversagen.

Trocknen vermeiden

Lassen Sie das Partikelpellet während des Waschens nicht trocknen.

Das Trocknen kann Folgendes verursachen:

• Irreversible Aggregation

• Reduzierte Streptavidin-Aktivität

• Schwierige Redispergierung

• Erhöhter Hintergrund

• Reduzierte Partikelrückgewinnung

Vermeiden Sie Einfrieren

Einfrieren kann Folgendes verursachen:

• Partikelaggregation

• Änderungen der Federungsstabilität

• Reduzierte Proteinaktivität

• Reduzierte Partikelrückgewinnung

• Erhöhte Assay-Variabilität

Bewerten Sie die Stabilität der vorbereiteten Reagenzien

Mit biotinylierten Liganden beladene und blockierte Mikrosphären können eine andere Stabilität als das Originalprodukt SAPS30UM-10 aufweisen.

Bewerten Sie das fertig zubereitete Reagenz unter den vorgesehenen Lager-, Transport- und Betriebsbedingungen.

Leitfaden zur Fehlerbehebung

Schwache biotinylierte Ligandenbindung

Mögliche Ursachen:

• Freies Biotin im Puffer

• Restliches Biotinylierungsreagenz

• Geringe Ligandenbiotinylierung

• Unzugängliche Biotingruppen

• Unzureichende Ligandenkonzentration

• Unzureichende Inkubationszeit

• Inaktives Streptavidin

• Inkompatibler Puffer

• Absetzen der Partikel während der Inkubation

Empfohlene Maßnahmen:

• Entfernen Sie freies Biotin.

• Reinigen Sie den biotinylierten Liganden.

• Überprüfen Sie den Biotinylierungsgrad.

• Bewerten Sie einen geeigneten Abstandshalter.

• Sorgen Sie für kontinuierliches, sanftes Mischen.

• Erhöhen Sie die Ligandenkonzentration schrittweise.

• Testen Sie einen biotinylierten Positivkontrollliganden.

Hohes Hintergrundsignal

Mögliche Ursachen:

• Unzureichende Blockierung

• Überschüssiges Nachweisreagenz

• Unzureichendes Waschen

• Unspezifische Reporteradsorption

• Proben-Matrix-Interferenz

• Aggregierte Antikörper

• Übermäßige Beladung mit Fängerliganden

Empfohlene Maßnahmen:

• Vergleichen Sie verschiedene Blocker.

• Titrieren Sie das Nachweisreagenz.

• Waschen optimieren.

• Entfernen Sie gegebenenfalls Proteinaggregate.

• Verdünnen Sie die Probe.

• Reduzieren Sie die Beladung mit Fängerliganden.

Ungleiche Partikelzahlen zwischen Aliquoten

Mögliche Ursachen:

• Schnelles Absetzen der Partikel

• Unzureichende Stoffmischung

• Verzögerung zwischen Mischen und Probenahme

• Enge Pipettenspitzenöffnung

• Inkonsistente Übertragungstechnik

Empfohlene Maßnahmen:

• Vor jedem Aliquot mischen.

• Verwenden Sie eine geeignete Pipettenspitze.

• Bei wiederholter Dosierung auf langsames Mischen achten.

• Standardisieren Sie das Probenahmeintervall.

• Überprüfen Sie die Partikelanzahl beim Befüllen.

Partikelaggregation

Mögliche Ursachen:

• Inkompatibler Puffer

• Extremer pH-Wert

• Hohe Ionenstärke

• Einfrieren

• Trocknen

• Übermäßige Ligandenbeladung

• Unzureichender Stabilisator

• Mikrobielle Kontamination

Empfohlene Maßnahmen:

• Bewerten Sie die Pufferkompatibilität.

• Vermeiden Sie Einfrieren und Trocknen.

• Optimieren Sie die Ligandenbeladung.

• Verwenden Sie kontrolliertes, sanftes Mischen.

• Überprüfen Sie die Anforderungen an Stabilisatoren und Konservierungsmittel.

Geringe Partikelrückgewinnung

Mögliche Ursachen:

• Verlust beim Entfernen des Überstands

• Haftung an Rohren

• Falsche Filterporengröße

• Unvollständige Sedimentation

• Unvollständige Übertragung

• Übermäßiges Waschen

• Partikelretention in Pipettenspitzen

Empfohlene Maßnahmen:

• Verwenden Sie Röhrchen mit geringer Bindung.

• Optimieren Sie die Trennbedingungen.

• Validieren Sie den Filter oder das Netz.

• Vor jedem Transfer mischen.

• Reduzieren Sie unnötige Waschschritte.

• Lassen Sie ein kontrolliertes Restvolumen über dem Pellet.

Mikrofluidische Blockade

Mögliche Ursachen:

• Kanalabmessungen zu klein

• Partikelaggregation

• Hohe Partikelkonzentration

• Schmale Anschlüsse

• Inkompatible Ventile oder Filter

• Unzureichende Gerätespülung

Empfohlene Maßnahmen:

• Bestätigen Sie die minimale Kanalabmessung.

• Partikelkonzentration reduzieren.

• Vor dem Verladen Zuschlagstoffe entfernen.

• Erhöhen Sie die Abmessungen des Fließwegs.

• Validieren Sie zunächst das komplette Gerät mit einfachen 30-µm-Partikeln.

Häufig gestellte Fragen

Was ist SAPS30UM-10?

SAPS30UM-10 ist eine 30 µm Streptavidin-beschichtete Mikrokügelchensuspension mit 1 % Feststoffgehalt zum Einfangen biotinylierter Biomoleküle in der biologischen Forschung und partikelbasierten Tests.

Was ist die Marke SHBC?

SHBC ist die Marke für Mikrosphären und biotechnologische Materialien von Shanghai SanYu Biotechnology Co., Ltd.

Was ist der nominale Partikeldurchmesser?

Der nominale Partikeldurchmesser beträgt 30 µm.

Der gemessene Durchmesser, Größenbereich und die Partikelgrößenverteilung sollten anhand einer chargenspezifischen Dokumentation bestätigt werden.

Wie hoch ist der Feststoffgehalt?

SAPS30UM-10 wird mit 1 % Feststoffgehalt geliefert.

Sind SAPS30UM-10 Mikrokügelchen magnetisch?

Es sollte nicht davon ausgegangen werden, dass das Produkt magnetisch ist, es sei denn, die magnetischen Eigenschaften sind in der technischen Spezifikation ausdrücklich angegeben.

Wählen Sie für die magnetische Trennung ein Produkt aus, das speziell als Streptavidin-Magnetkügelchen beschrieben wird.

Sind die Mikrokügelchen fluoreszierend?

Es sollte nicht davon ausgegangen werden, dass das Standardprodukt einen internen Fluoreszenzfarbstoff enthält, sofern die Fluoreszenz nicht ausdrücklich angegeben ist.

Eine fluoreszierend kodierte Version könnte als kundenspezifisches Produkt diskutiert werden.

Welche Moleküle können an SAPS30UM-10 binden?

Die Streptavidin-Oberfläche kann biotinylierte Antikörper, Antigene, Proteine, Peptide, Enzyme, Rezeptoren, Oligonukleotide, DNA, RNA, Aptamere und andere biotinhaltige Moleküle einfangen.

Kann ein unmodifizierter Antikörper direkt binden?

Ein unmodifizierter Antikörper bindet nicht spezifisch über die Streptavidin-Biotin-Wechselwirkung, es sei denn, er ist biotinyliert oder über ein anderes kompatibles Reagenz verbunden.

Ist eine EDC/NHS-Aktivierung erforderlich?

Eine EDC/NHS-Aktivierung ist normalerweise nicht erforderlich, wenn ein biotinyliertes Molekül auf Streptavidin-beschichtete Mikrosphären geladen wird.

Wie groß ist die Biotin-Bindungskapazität?

Die Bindungsfähigkeit sollte anhand der Produktspezifikation oder des chargenspezifischen Analysezertifikats bestätigt werden.

Sie sollte nicht allein anhand des Feststoffgehalts geschätzt werden.

Warum sollten Sie sich für 30-µm-Mikrokügelchen entscheiden?

Die 30-µm-Partikel bieten eine große Oberfläche pro einzelnem Partikel, hervorragende mikroskopische Sichtbarkeit, klare größenbasierte Identifizierung und Abmessungen, die für die Forschung in ausgewählten Zellgrößenbereichen geeignet sind.

Bieten 30-µm-Partikel eine größere Gesamtoberfläche?

Jeder 30-µm-Partikel hat eine größere Oberfläche als jeder kleinere Partikel.

Kleinere Partikel liefern jedoch normalerweise mehr Partikel und eine größere kollektive Oberfläche pro Masseneinheit.

Warum setzen sich die Partikel schnell ab?

Große Partikel setzen sich im Allgemeinen schneller ab als kleinere Mikrokügelchen.

Mischen Sie die Brühe unmittelbar vor der Probenahme und sorgen Sie während der Inkubation für ein sanftes Mischen.

Kann SAPS30UM-10 für die Mikroskopie verwendet werden?

Ja. Die Partikelgröße eignet sich für die Auswertung mittels optischer, Fluoreszenz- und konfokaler Mikroskopie.

Kann SAPS30UM-10 in der Durchflusszytometrie verwendet werden?

Es darf nur verwendet werden, wenn die Fluidik, die Düse, die Durchflusszelle und der Probenweg des Durchflusszytometers mit 30-µm-Partikeln kompatibel sind.

Kann SAPS30UM-10 als Zellmodell verwendet werden?

Der Durchmesser von 30 µm kann bei der Partikelforschung im Zellgrößenbereich nützlich sein.

Synthetische Mikrosphären reproduzieren nicht alle optischen, mechanischen, chemischen oder biologischen Eigenschaften lebender Zellen.

Können die Mikrosphären für Immunoassays verwendet werden?

Ja. Ein biotinylierter Fängerantikörper kann auf dem Partikel immobilisiert werden, gefolgt von der Zielerfassung und Detektion mit einem kompatiblen Reporter.

Können die Partikel zum Einfangen von Nukleinsäuren verwendet werden?

Ja. Biotinylierte Oligonukleotide, DNA, RNA, PCR-Produkte und Aptamere können auf Immobilisierung und Zielerfassung untersucht werden.

Kann SAPS30UM-10 in Multiplex-Assays verwendet werden?

Ja, vorausgesetzt, dass die 30-µm-Population von anderen Mikrosphärenpopulationen unterschieden werden kann.

Größenkodierung, Fluoreszenzkodierung oder sichtbare Farbkodierung können in Betracht gezogen werden.

Wie sollen die Partikel gewaschen werden?

Die Waschmethode hängt vom Partikelmaterial, der Dichte, dem Puffer, dem Volumen und der erforderlichen Rückgewinnung ab.

Zentrifugation, Filtration, netzbasierte Rückgewinnung oder kontrollierte Sedimentation können ausgewertet werden.

Wie kann unspezifische Bindung reduziert werden?

Optimieren Sie das Blockierungsreagenz, die Konzentration des Einfangliganden, die Konzentration des Nachweisreagenzes, die Waschbedingungen, den Waschmittelgehalt, die Probenverdünnung und die Inkubationszeit.

Können Puffer mit freiem Biotin verwendet werden?

Freies Biotin kann Streptavidin-Bindungsstellen besetzen und sollte während der Beladung mit Fängerliganden generell vermieden werden.

Sollte SAPS30UM-10 vor der Verwendung verdünnt werden?

Ja. Bereiten Sie eine Arbeitskonzentration entsprechend der erforderlichen Partikelanzahl, dem Reaktionsvolumen und der Nachweismethode vor.

Kann SAPS30UM-10 eingefroren werden?

Das Einfrieren wird im Allgemeinen nicht empfohlen, es sei denn, die Gefrier-Tau-Stabilität wurde ausdrücklich validiert.

Kann die Konzentration individuell angepasst werden?

Alternative Feststoffkonzentrationen können je nach Projektanforderungen und Herstellungsmöglichkeit besprochen werden.

Kann die Bindungskapazität individuell angepasst werden?

Projektspezifische Streptavidin-Beschichtungsniveaus oder Bindungskapazitätsziele können bewertet werden.

Können fluoreszierende 30-µm-Streptavidin-Mikrokügelchen hergestellt werden?

Für qualifizierte Bildgebungs-, Mikrofluidik- und Multiplex-Projekte können fluoreszierend kodierte oder sichtbar gefärbte 30-µm-Streptavidin-Mikrokügelchen diskutiert werden.

Ist eine Massenproduktion möglich?

Ja. Shanghai SanYu Biotechnology Co., Ltd. unterstützt Muster, Pilotchargen, wiederholte Bestellungen, OEM-Projekte und Massenfertigung.

Welche Informationen werden für ein Angebot benötigt?

Bitte geben Sie Folgendes an:

• Katalognummer SAPS30UM-10

• Benötigte Menge

• Erwartetes jährliches Einkaufsvolumen

• Bevorzugte Packungsgröße

• Beabsichtigte biologische Anwendung

• Art des biotinylierten Liganden

• Erforderliche Bindungskapazität

• Erforderliche Partikel pro Test

• Erkennungsmethode

• Pufferbeschränkungen

• Konservierungsbeschränkungen

• Anforderungen an die Qualitätskontrolle

• Dokumentationsanforderungen

• Lieferziel

Fordern Sie ein Muster- oder Massenangebot an

SHBC SAPS30UM-10 30 µm Streptavidin-Mikrosphären bieten eine große, klar identifizierbare Partikelplattform zur Immobilisierung biotinylierter Antikörper, Proteine, Peptide, Enzyme, Rezeptoren, Oligonukleotide, DNA, RNA, Aptamere und andere Biotin-markierte Moleküle.

Das Produkt ist geeignet für:

• Entwicklung biologischer Tests

• Bead-basierte Immunoassays

• Antikörperimmobilisierung

• Proteininteraktionsforschung

• Einfangen von Nukleinsäuren

• Hybridisierungstests

• Forschung zur Zell-Partikel-Interaktion

• Mikroskopie und Bildgebung

• Mikrofluidische Forschung

• Agglutinationsforschung

• Größencodierte Multiplexsysteme

• Partikelbasierte Biosensoren

• Herstellung von Forschungsreagenzien

SAPS30UM-10 bietet:

• 30 µm nominaler Partikeldurchmesser

• Streptavidin-funktionale Oberfläche

• 1 % Feststoffsuspension

• Große Oberfläche pro einzelnem Partikel

• Hervorragende mikroskopische Sichtbarkeit

• Kompatibilität mit biotinylierten Biomolekülen

• Lieferung von Muster- und Pilotchargen

• Fähigkeit zur Massenfertigung

• OEM- und kundenspezifische Entwicklungsunterstützung

Geben Sie für die Probenbewertung oder den Großeinkauf die beabsichtigte Anwendung, die erforderliche Menge, den biotinylierten Liganden, die gewünschte Bindungskapazität, die Nachweisplattform, die Verpackungsanforderungen und die Qualitätskontrollspezifikationen an.

Produktname: 30 µm Streptavidin-Mikrosphären
Katalognummer: SAPS30UM-10
Marke: SHBC
Hersteller: Shanghai SanYu Biotechnology Co., Ltd.
Nomineller Partikeldurchmesser: 30 µm
Oberflächenmodifikation: Streptavidin
Feststoffgehalt: 1 %
Hauptanwendung: Biologische Forschung und Bead-basierte Assays
Lieferfähigkeit: Proben, Pilotchargen und Massenproduktion
Verwendungszweck: Nur für Forschungszwecke. Nicht für diagnostische oder therapeutische Zwecke.