1 um Streptavidin-Mikrosphären SAPS1UM-10 1 %

1 µm Streptavidin-Mikrosphären für die Durchflusszytometrie

Shanghai SanYu Biotechnology Co., Ltd. liefert SAPS1UM-10 1 µm Streptavidin-Mikrosphären für die Entwicklung von Durchflusszytometrie-Assays, die Immobilisierung biotinylierter Biomoleküle, partikelbasierte Immunoassays, Affinitätserfassungsforschung und die Herstellung von Massenreagenzien.

SAPS1UM-10-Mikrokügelchen haben einen nominalen Partikeldurchmesser von 1 µm und werden als Suspension mit 1 % Feststoffgehalt geliefert. Die Oberfläche der Mikrokügelchen ist mit Streptavidin beschichtet, wodurch die Partikel biotinylierte Antikörper, Antigene, Proteine, Peptide, Oligonukleotide, DNA, RNA und andere biotinhaltige Moleküle einfangen können.

Das Produkt kann Labor-Machbarkeitsstudien, die Optimierung von Bead-Assays, die Entwicklung im Pilotmaßstab, die wiederholte Produktion und den Großeinkauf durch Biotechnologieunternehmen und Forschungsorganisationen unterstützen.

Schnelle Produktantwort

SAPS1UM-10 ist eine 1 µm große Streptavidin-beschichtete Mikrokügelchensuspension mit 1 % Feststoffen. Es dient zur Immobilisierung biotinylierter Biomoleküle für Durchflusszytometrie-Bead-Assays, Immunoassay-Forschung, Nukleinsäureeinfang, Affinitätsbindungsstudien und die Entwicklung partikelbasierter Analysemethoden.

Produkt-Highlights

• Produktname: 1 µm Streptavidin-Mikrosphären

• Katalognummer: SAPS1UM-10

• Hersteller: Shanghai SanYu Biotechnology Co., Ltd.

• Nomineller Partikeldurchmesser: 1 µm

• Oberflächenbeschichtung: Streptavidin

• Feststoffgehalt: 1 %

• Physische Form: Wässrige Mikrokügelchen-Suspension

• Hauptanwendung: Durchflusszytometrie-Forschung

• Bindungsprinzip: Streptavidin-Biotin-Affinität

• Lieferfähigkeit: Muster, Pilotchargen und Massenproduktion

• Anpassung: Je nach Machbarkeit des Projekts verfügbar

• Verwendungszweck: Nur für Forschungszwecke

Was sind SAPS1UM-10-Streptavidin-Mikrosphären?

SAPS1UM-10 besteht aus mikrometergroßen Polymer-Mikrokügelchen mit auf der Partikeloberfläche immobilisiertem Streptavidin.

Mit Streptavidin beschichtete Mikrokügelchen bieten einen praktischen festen Träger für die Anbindung biotinylierter Biomoleküle, ohne dass der Endbenutzer eine direkte kovalente Kopplung an die Partikeloberfläche durchführen muss.

Ein biotinyliertes Molekül kann mit den Mikrokügelchen inkubiert und durch die hochaffine Streptavidin-Biotin-Wechselwirkung eingefangen werden. Die vorbereiteten Mikrokügelchen können dann in partikelbasierten Bindungstests, Durchflusszytometrieanalysen, Zielerfassung, Biomolekülimmobilisierung und Assay-Entwicklungsforschung verwendet werden.

Zu den potenziellen biotinylierten Fängermolekülen gehören:

• Antikörper

• Antigene

• Rekombinante Proteine

• Peptide

• Enzyme

• Lektine

• Rezeptoren

• Liganden

• Oligonukleotide

• DNA-Sonden

• RNA-Sonden

• Aptamere

• Biotinylierte kleine Moleküle

Die Partikelgröße von 1 µm sorgt für eine relativ hohe Partikelzahl pro Masseneinheit und behält gleichzeitig eine physikalische Oberfläche bei, die für die Immobilisierung von Biomolekülen geeignet ist.

Da 1-µm-Partikel in der Nähe des unteren Nachweisbereichs einiger herkömmlicher Durchflusszytometer liegen, sollten die Gerätekompatibilität und die Erfassungseinstellungen während der Methodenentwicklung bewertet werden.

Technische Spezifikationen SAPS1UM-10

Die folgenden Parameter sollten anhand der endgültigen technischen Spezifikation oder des losspezifischen Analysezertifikats bestätigt werden:

• Partikelmatrix

• Gemessener Partikeldurchmesser

• Partikelgrößenverteilung

• Variationskoeffizient der Partikelgröße

• Streptavidin-Beschichtungsniveau

• Biotin-Bindungskapazität

• Aufhängepuffer

• Stabilisator

• Tensid

• Konservierungsmittel

• Teilchenzahlkonzentration

• Verpackungsvolumen

• Haltbarkeit

• Lagerbedingungen

Die Bindungskapazität sollte anhand der tatsächlichen Testmethode und losspezifischer Ergebnisse angegeben werden und nicht anhand der Partikelgröße oder des Feststoffgehalts geschätzt werden.

Wie die Streptavidin-Biotin-Bindung funktioniert

Streptavidin ist ein Biotin-bindendes Protein mit mehreren Bindungsstellen. Wenn ein biotinylierter Antikörper, ein Protein, ein Peptid oder eine Nukleinsäure mit SAPS1UM-10 gemischt wird, interagiert die Biotingruppe mit der Streptavidin-Beschichtung auf der Oberfläche der Mikrokügelchen.

Dadurch entsteht eine schnelle und stabile Methode zur Immobilisierung einer breiten Palette von Biomolekülen.

Eine typische Struktur ist:

Mikrosphärenoberfläche – Streptavidin – Biotin – Fängermolekül

Zum Beispiel:

Mikrosphäre – Streptavidin – biotinylierter Antikörper

Der immobilisierte Antikörper kann anschließend sein entsprechendes Antigen einfangen. Anschließend kann ein fluoreszenzmarkierter Detektionsantikörper eingeführt und die resultierende Mikrosphären-assoziierte Fluoreszenz durch Durchflusszytometrie gemessen werden.

Vorteile der Streptavidin-Biotin-Immobilisierung

• Einfache Anbindung von Biomolekülen

• Keine direkte Aktivierung der Mikrosphäre durch den Endbenutzer erforderlich

• Kompatibel mit vielen biotinylierten Biomolekülen

• Flexible Ausrichtung der Fängermoleküle

• Geeignet für die modulare Assay-Entwicklung

• Bequemer Austausch eines biotinylierten Liganden durch einen anderen

• Kompatibel mit Immunoassay- und Nukleinsäure-Workflows

• Geeignet für Einzelanalyt- und Multiplex-Forschung

Die endgültige Bindungsleistung hängt vom Biotinylierungsgrad, der Molekülgröße, den Inkubationsbedingungen, der Zugänglichkeit der Oberfläche, der Pufferzusammensetzung und den sterischen Effekten ab.

Warum sollten Sie sich für 1 µm Streptavidin-beschichtete Mikrosphären entscheiden?

Hohe Partikelzahl pro Volumeneinheit

Im Vergleich zu größeren Mikrokügelchen bei gleichem Feststoffgehalt liefern 1-µm-Mikrokügelchen eine größere Anzahl einzelner Partikel.

Dies kann nützlich sein, wenn ein Test Folgendes erfordert:

• Eine große Anzahl unabhängiger Bindungsereignisse

• Geringer Mikrosphärenverbrauch pro Test

• Reaktionsformate mit hohem Durchsatz

• Kleine Probenmengen

• Mikroplattenbasierte Arbeitsabläufe

• Zahlreiche Durchflusszytometrie-Veranstaltungen

Die tatsächliche Partikelanzahlkonzentration sollte aus dem gemessenen Partikeldurchmesser, der Partikeldichte, dem Feststoffgehalt und der chargenspezifischen Charakterisierung ermittelt werden.

Große Gemeinschaftsfläche

Eine Suspension, die viele kleine Mikrokügelchen enthält, kann eine beträchtliche Gesamtoberfläche für die Immobilisierung von Biomolekülen bereitstellen.

Allerdings wird die nutzbare Bindungskapazität nicht nur durch die Partikeloberfläche bestimmt. Streptavidin-Dichte, Beschichtungsaktivität, sterische Zugänglichkeit, Ligandengröße und Biotinylierungsgrad beeinflussen ebenfalls das Endergebnis.

Modulares Assay-Design

Eine mit Streptavidin beschichtete Mikrosphärenplattform kann mit verschiedenen biotinylierten Fängermolekülen kombiniert werden.

Dadurch können Forscher mehrere Assays entwickeln, ohne für jeden Antikörper, jedes Protein oder jede Nukleinsäuresonde ein separates kovalentes Partikelkonjugat herzustellen.

Geeignet für die fluoreszenzbasierte Detektion

SAPS1UM-10 muss nicht intrinsisch fluoreszieren, um einen Durchflusszytometrie-Assay zu unterstützen.

Ein Fluoreszenzsignal kann eingeführt werden durch:

• Ein fluoreszierend markierter biotinylierter Ligand

• Ein fluoreszierendes Zielmolekül

• Ein fluoreszierender Nachweisantikörper

• Ein fluoreszierender Sekundärantikörper

• Eine fluoreszierende Nukleinsäuresonde

• Ein Fluoreszenz-Reporter-Konjugat

Die Reporterfluoreszenz identifiziert Bindungsereignisse, die mit der Mikrosphärenpopulation verbunden sind.

Geeignet für die Entwicklung von der Forschung bis zur Produktion

SAPS1UM-10 kann frühe Machbarkeitstests unterstützen, gefolgt von der Pilotmaßstabs- und Massenfertigung, nachdem die technischen Anforderungen bestätigt wurden.

Wichtige Produktmerkmale

1 µm nominaler Partikeldurchmesser

Die Partikelgröße im Mikrometerbereich eignet sich für partikelbasierte Bindungsstudien und optimierte Durchflusszytometrie-Arbeitsabläufe.

Streptavidin-beschichtete Oberfläche

Die Partikeloberfläche ist so konzipiert, dass sie biotinylierte Biomoleküle durch Streptavidin-Biotin-Affinität einfängt.

1 % Feststoffsuspension

Das Produkt wird mit einem Feststoffgehalt von 1 % geliefert und kann entsprechend der erforderlichen Anzahl an Mikrokügelchen, dem Testvolumen und der Durchflusszytometrie-Ereignisrate verdünnt werden.

Flexible Immobilisierung von Biomolekülen

Die gleiche Mikrosphärenplattform kann mit verschiedenen biotinylierten Antikörpern, Proteinen, Peptiden oder Nukleinsäuresonden verwendet werden.

Keine Carbodiimid-Aktivierung durch den Endbenutzer erforderlich

Wenn ein geeignetes biotinyliertes Molekül verfügbar ist, kann es immobilisiert werden, ohne dass eine EDC/NHS-Aktivierung der Carboxylgruppen durchgeführt wird.

Kompatibel mit Fluoreszenz-Reporter-Assays

Die Mikrosphären können mit fluoreszenzbasierten Nachweisreagenzien für die Durchflusszytometrieanalyse kombiniert werden.

Geeignet für Singleplex- und Multiplex-Forschung

Während der Multiplex-Assay-Entwicklung können verschiedene Mikrosphärenpopulationen, Einfangliganden oder Fluoreszenzcodes ausgewertet werden.

Fähigkeit zur Massenfertigung

Shanghai SanYu Biotechnology Co., Ltd. unterstützt Probenbewertung, Pilotproduktion, wiederholte Bestellungen, OEM-Projekte und Massenlieferungen.

Anwendungen in der Durchflusszytometrie

Bead-basierte Immunoassay-Entwicklung

SAPS1UM-10 kann als Festphasenträger in Forschungstests zum Nachweis von Folgendem verwendet werden:

• Proteine

• Antikörper

• Antigene

• Zytokine

• Hormone

• Biomarker

• Pathogen-assoziierte Ziele

• Aus Zellen stammende Moleküle

• Umweltanalytik

• Forschungsverbindungen

Ein typischer Bead-basierter Sandwich-Assay verwendet:

1. Ein biotinylierter Fängerantikörper, der auf der Mikrosphäre immobilisiert ist.

2. Ein aus der Probe eingefangener Zielanalyt.

3. Ein fluoreszierender Nachweisantikörper, der an das eingefangene Ziel gebunden ist.

4. Durchflusszytometrie zur Messung der Mikrosphären-assoziierten Fluoreszenz.

Immobilisierung biotinylierter Antikörper

Biotinylierte Antikörper können ohne direkte chemische Aktivierung der Mikrosphäre an SAPS1UM-10 gebunden werden.

Mögliche Forschungsanwendungen umfassen:

• Antigennachweis

• Antikörper-Screening

• Hybridom-Screening

• Proteininteraktionsanalyse

• Machbarkeitsprüfung von Assays

• Capture-Antikörper-Vergleich

• Optimierung der Nachweisreagenzien

Protein- und Peptidbindungsstudien

Biotinylierte Proteine ​​und Peptide können immobilisiert werden für:

• Antikörperbindungsstudien

• Studien zur Rezeptor-Ligand-Wechselwirkung

• Protein-Protein-Interaktionsforschung

• Epitop-Screening

• Biomarkerforschung

• Assays zur Wirkstoffentdeckung

Nukleinsäure-Erfassung

Biotinylierte Oligonukleotide, DNA, RNA und Aptamere können an die Mikrosphärenoberfläche gebunden werden.

Mögliche Anwendungen sind:

• Hybridisierungstests

• Mutationserkennungsforschung

• Entwicklung einer Genotypisierungsmethode

• Sequenzspezifische Erfassung

• Studien zur Nukleinsäurebindung

• Aptamerbasierter Nachweis

• Molekulardiagnostische Forschung

• PCR-Produkterfassung

Zelloberflächenbindungsforschung

Wenn SAPS1UM-10 mit einem geeigneten biotinylierten Liganden beschichtet wird, kann es auf seine Bindung an spezifische Zelloberflächenrezeptoren untersucht werden.

Die Interaktion zwischen den Partikeln und Zellen sollte sorgfältig optimiert werden, da Mikrosphärenkonzentration, Ligandendichte, Inkubationszeit, Temperatur, Zellzustand und Waschverfahren das Ergebnis beeinflussen können.

Forschung zur Multiplex-Durchflusszytometrie

SAPS1UM-10 kann in eine Multiplex-Plattform integriert werden, wenn es von anderen Mikrosphärenpopulationen unterschieden werden kann.

Mögliche Differenzierungsstrategien sind:

• Verschiedene Partikelgrößen

• Verschiedene interne Fluoreszenzcodes

• Unterschiedliche Fluoreszenzintensitäten

• Verschiedene sichtbare Farben

• Verschiedene Reporterkanäle

• Verschiedene Oberflächeneinfangmoleküle

Es sollte nicht davon ausgegangen werden, dass das Standardprodukt SAPS1UM-10 einen internen Fluoreszenzcode enthält, es sei denn, dies ist in der Produktspezifikation angegeben.

Biotinylierte Moleküle, die mit SAPS1UM-10 kompatibel sind

SAPS1UM-10 kann mit vielen Arten biotinylierter Moleküle evaluiert werden.

Biotinylierte Antikörper

Zu den anwendbaren Formaten können gehören:

• IgG in voller Länge

• Tolle Fragmente

• F(ab′)₂-Fragmente

• Rekombinante Antikörper

• Einzeldomänen-Antikörper

• Andere technische Antikörperformate

Die Anzahl und Lage der Biotingruppen kann die Ausrichtung der Antikörper und die Antigenbindungsaktivität beeinflussen.

Biotinylierte Proteine

Mögliche Beispiele sind:

• Antigene

• Enzyme

• Rezeptoren

• Zytokine

• Wachstumsfaktoren

• Bindende Proteine

• Rekombinante Fusionsproteine

Biotinylierte Peptide

Biotinylierte Peptide können Folgendes unterstützen:

• Epitopkartierung

• Antikörper-Screening

• Rezeptorbindungsstudien

• Enzym-Substrat-Forschung

• Screening zur Wirkstoffentdeckung

Biotinylierte Nukleinsäuren

Mögliche Formate sind:

• Einzelsträngige DNA

• Doppelsträngige DNA

• RNA

• PCR-Produkte

• Oligonukleotidsonden

• Aptamere

• Modifizierte Nukleinsäureanaloga

Biotinylierte kleine Moleküle

Kleine biotinylierte Verbindungen können angehängt werden, wenn die Biotingruppe für die Streptavidin-Oberfläche zugänglich bleibt.

Ein geeigneter Abstandshalter kann die sterische Hinderung zwischen der Mikrosphärenoberfläche und dem Zielmolekül verringern.

Empfohlener Arbeitsablauf zur Immobilisierung biotinylierter Liganden

Das folgende Protokoll ist ein allgemeiner Ausgangspunkt für die Entwicklung. Die endgültigen Bedingungen sollten entsprechend dem biotinylierten Molekül und dem beabsichtigten Test optimiert werden.

1. Resuspendieren Sie die Mikrosphären

Lassen Sie die Mikrosphärensuspension die empfohlene Verarbeitungstemperatur erreichen.

Mischen Sie die Durchstechflasche gründlich durch vorsichtiges Umdrehen, Drehen oder kontrolliertes Vortexen, bis die Suspension homogen ist.

Vermeiden Sie übermäßige Schaumbildung.

2. Berechnen Sie die erforderliche Mikrosphärenmenge

Bestimmen Sie die erforderliche Menge an SAPS1UM-10 gemäß:

• Anzahl der Tests

• Mikrosphären pro Test

• Testvolumen

• Erforderliche Bindungskapazität

• Erwartete Probenkonzentration

• Gewünschte Anzahl von Durchflusszytometrie-Ereignissen

Berechnen Sie die Ligandenbeladung nicht allein anhand des Feststoffgehalts. Verwenden Sie, sofern verfügbar, eine chargenspezifische Bindungskapazität.

3. Waschen Sie die Mikrosphären

Übertragen Sie die erforderliche Mikrosphärensuspension in ein sauberes Röhrchen mit geringer Bindung.

Waschen Sie die Partikel mit einem kompatiblen Bindungspuffer, um Lagerungsadditive zu entfernen, die den Test beeinträchtigen könnten.

Mögliche Trennungsansätze sind:

• Zentrifugation

• Membranfiltration

• Tangentialflussfiltration

• Andere validierte Methoden zur Partikelrückgewinnung

Die geeignete Methode hängt von der Mikrosphärenmatrix, der Dichte, der Partikelgröße, der Formulierung und dem Verarbeitungsvolumen ab.

4. Bereiten Sie den biotinylierten Liganden vor

Verdünnen Sie den biotinylierten Antikörper, das Protein, das Peptid oder die Nukleinsäure in einem kompatiblen Puffer.

Der Puffer sollte nicht übermäßig viel freies Biotin oder andere Substanzen enthalten, die um Streptavidin-Bindungsstellen konkurrieren.

5. Inkubieren Sie die Mikrosphären mit dem Liganden

Kombinieren Sie die gewaschenen Mikrokügelchen mit dem biotinylierten Liganden.

Unter sanftem Mischen inkubieren, um die Partikel in der Schwebe zu halten und eine gleichmäßige Ligandenfreilegung zu fördern.

Zu den zu optimierenden Parametern gehören:

• Ligandenkonzentration

• Mikrosphärenkonzentration

• Inkubationszeit

• Temperatur

• Pufferzusammensetzung

• Puffer-pH

• Mischgeschwindigkeit

• Gesamtreaktionsvolumen

6. Entfernen Sie den ungebundenen Liganden

Trennen und waschen Sie die Mikrokügelchen, um ungebundene biotinylierte Moleküle zu entfernen.

Unzureichendes Waschen kann das Hintergrundsignal verstärken, während übermäßiges oder starkes Waschen die Erholung beeinträchtigen kann.

7. Blockieren Sie die Mikrosphärenoberfläche

Verwenden Sie ein anwendungskompatibles Blockierungsreagenz, um unspezifische Adsorption zu reduzieren.

Mögliche Blocker können sein:

• Rinderserumalbumin

• Kasein

• Fischgelatine

• Nichtimmunes Immunglobulin

• Synthetische Blockpolymere

• Kommerzielle Puffer zur Partikelblockierung

Das Blockierungsmittel muss entsprechend der Testmatrix und dem Nachweissystem ausgewählt werden.

8. Resuspendieren und lagern Sie die beschichteten Mikrosphären

Die vorbereiteten Mikrokügelchen in einem geeigneten Aufbewahrungs- oder Testpuffer resuspendieren.

Auswerten:

• Dispersionsstabilität

• Ligandenretention

• Bindungsaktivität

• Unspezifische Bindung

• Mikrobielle Stabilität

• Fluoreszenzhintergrund

• Kurzfristige und langfristige Lagerstabilität

Arbeitsablauf für die Entwicklung von Durchflusszytometrie-Bead-Assays

1. Bereiten Sie die Capture-Mikrosphären vor

Immobilisieren Sie das ausgewählte biotinylierte Fängermolekül auf SAPS1UM-10.

Waschen und blockieren Sie die beschichteten Mikrokügelchen, bevor Sie Proben testen.

2. Bereiten Sie experimentelle Kontrollen vor

Zu den empfohlenen Kontrollen können gehören:

• Puffer leer

• Unbeschichtete Mikrosphärenkontrolle

• Streptavidin-Mikrosphäre ohne biotinylierten Liganden

• Mit biotinyliertem Liganden beschichtete Mikrosphäre ohne Probe

• Negative Probe

• Positive Probe

• Kontrolle nur für Reporter

• Gegebenenfalls Isotypkontrolle

• Einfarbige Steuerelemente für mehrfarbige Experimente

3. Mit der Probe inkubieren

Kombinieren Sie die vorbereiteten Mikrokügelchen mit der Testprobe.

Optimieren:

• Probenvolumen

• Mikrosphärenkonzentration

• Inkubationszeit

• Temperatur

• Mischen

• Waschbedingungen

• Probenverdünnung

• Matrixkompatibilität

4. Fügen Sie den Fluorescent Reporter hinzu

Fügen Sie einen fluoreszierenden Detektionsantikörper, Sekundärantikörper, eine Sonde oder ein Reportermolekül hinzu.

Das Reporter-Fluorophor sollte mit den auf dem Durchflusszytometer verfügbaren Lasern und Detektoren kompatibel sein.

5. Waschen Sie die Mikrosphären

Entfernen Sie ungebundenen fluoreszierenden Reporter, um die Hintergrundfluoreszenz zu reduzieren.

Sorgen Sie während des gesamten Waschvorgangs für eine ausreichende Rückgewinnung der Mikrokügelchen.

6. Für die Durchflusszytometrie resuspendieren

Resuspendieren Sie das endgültige Mikrosphärenpellet in einem sauberen und kompatiblen Aufnahmepuffer.

Filtern Sie den Puffer, wenn ein geringer Partikelhintergrund erforderlich ist.

7. Erwerben Sie die Mikrosphären

Verwenden Sie Streu- und Fluoreszenzparameter, um die Mikrosphärenpopulation zu identifizieren.

Mögliche Grundstücke sind:

• Vorwärtsstreuung versus Seitenstreuung

• Streuung versus Reporterfluoreszenz

• Reporter-Fluoreszenzhistogramm

• Fluoreszenzfläche versus Fluoreszenzhöhe

• Streufläche versus Streubreite

8. Analysieren Sie die Ergebnisse

Mögliche analytische Ergebnisse sind:

• Mittlere Fluoreszenzintensität

• Mittlere Fluoreszenzintensität

• Prozentsatz positiver Mikrosphären

• Breite der Fluoreszenzverteilung

• Signal-Hintergrund-Verhältnis

• Dosis-Wirkungs-Kurve

• Forschung zur Nachweisgrenze

• Wiederholbarkeit

• Erholung

• Spezifität

• Kreuzreaktivität

Der Schwellenwert, der eine positive Mikrosphärenpopulation definiert, sollte mithilfe geeigneter Negativkontrollen ermittelt werden.

Nachweis von 1 µm Mikrosphären mittels Durchflusszytometrie

Die Fähigkeit, 1 µm große Mikrokügelchen zu erkennen, hängt vom Durchflusszytometer ab.

Wichtige Instrumentenfaktoren sind:

• Laserwellenlänge

• Laserleistung

• Vorwärtsstreuoptik

• Seitenstreuoptik

• Empfindlichkeit des Detektors

• Optische Filterkonfiguration

• Triggerkanal

• Triggerschwelle

• Durchflusszellendesign

• Probenflussrate

• Elektronisches Rauschen

• Sauberkeit der Mantelflüssigkeit

Streuerkennung

Einige herkömmliche Durchflusszytometer können 1 µm große Polymermikrokügelchen mithilfe von Vorwärts- und Seitenstreuung identifizieren, während andere Instrumente möglicherweise optimierte Einstellungen für kleine Partikel erfordern.

Das gemessene Streusignal hängt auch vom Brechungsindex der Mikrosphäre und der optischen Konfiguration des Instruments ab.

Fluoreszenzbasierte Detektion

Wenn die Streuungstrennung nicht ausreicht, kann die mit einem gebundenen Reporter verbundene Fluoreszenz eine selektivere Methode zur Identifizierung von Mikrosphärenereignissen darstellen.

Mögliche auslösende Strategien sind:

• Vorwärtsstreuungstriggerung

• Side-Scatter-Triggerung

• Fluoreszenzauslösung

• Kombiniertes Streu- und Fluoreszenz-Gating

Beginnen Sie mit einer Verdünnungsreihe

Eine Verdünnungsreihe hilft dabei, eine Mikrosphärenkonzentration zu ermitteln, die Folgendes bietet:

• Stabile Veranstaltungsraten

• Minimale zufällige Ereignisse

• Reproduzierbare Fluoreszenz

• Klare Hintergrundtrennung

• Geeigneter Erfassungszeitpunkt

• Angemessene Ereignisanzahl

Übermäßig konzentrierte Mikrokügelchen können zur Schwarmerkennung oder zur Koinzidenz führen und dazu führen, dass mehrere Partikel als ein Ereignis aufgezeichnet werden.

Verwenden Sie saubere Puffer und Röhrchen

Bei der 1-µm-Partikelanalyse können Partikelkontaminationen aus Puffern, Röhrchen, Pipettenspitzen und Instrumentenflüssigkeiten die Mikrosphärenpopulation beeinträchtigen.

Führen Sie vor der Probenentnahme eine Pufferleerprobe durch.

Zeichnen Sie die Instrumenteneinstellungen auf

Zur Reproduzierbarkeit dokumentieren Sie:

• Durchflusszytometer-Modell

• Laserkonfiguration

• Detektorfilter

• Scatter-Einstellungen

• Fluoreszenzeinstellungen

• Triggerparameter

• Triggerschwelle

• Probenflussrate

• Mikrosphärenverdünnung

• Erfassungszeit

• Anzahl der gesammelten Ereignisse

• Analysetore

Blockierung und Reduzierung unspezifischer Bindung

Eine unspezifische Adsorption kann die Hintergrundfluoreszenz erhöhen und die Testempfindlichkeit verringern.

Mögliche Ursachen sind:

• Unzureichende Blockierung

• Überschüssiger Fängerligand

• Überschüssiger fluoreszierender Reporter

• Inkompatibler Puffer

• Hydrophobe Probenbestandteile

• Hohe Proteinkonzentration

• Aggregierte Antikörper

• Unzureichendes Waschen

• Mikrosphärenaggregation

• Proben-Matrix-Interferenz

Optimieren Sie das Blockierungsreagenz

Vergleichen Sie mehrere Blockierungsformulierungen, anstatt davon auszugehen, dass ein Blocker für jeden Test funktioniert.

Bewerten Sie beide:

• Reduzierung der Fluoreszenz negativer Proben

• Beibehaltung des positiven Probensignals

Optimieren Sie den Salz- und Reinigungsmittelgehalt

Kleine Mengen kompatibler Reinigungsmittel können die Suspensionsstabilität verbessern und unspezifische Adsorption verringern.

Zu viel Reinigungsmittel kann die Wechselwirkungen zwischen Biomolekülen oder die Leistung nachgelagerter Tests beeinträchtigen.

Titrieren Sie den Fängerliganden

Die Verwendung von mehr biotinyliertem Liganden als erforderlich kann den Reagenzverbrauch erhöhen und zu einer sterischen Überfüllung führen.

Testen Sie mehrere Ligandenkonzentrationen und wählen Sie die niedrigste Konzentration aus, die eine geeignete Testleistung gewährleistet.

Titrieren Sie den Reporter

Eine übermäßige Konzentration fluoreszierender Reporter kann den Hintergrund erhöhen.

Die Reporter-Titration sollte mit positiven und negativen Proben durchgeführt werden.

Integrieren Sie geeignete Kontrollen

Kontrollen helfen dabei, echte Zielbindung zu unterscheiden von:

• Mikrosphären-Autofluoreszenz

• Reporteradsorption

• Streptavidin-bezogener Hintergrund

• Sample-Matrix-Effekte

• Unspezifische Antikörperinteraktionen

Qualitätskontrolle und Chargenkonsistenz

Für die Entwicklung von Durchflusszytometrie-Reagenzien und den Großeinkauf sollte die Produktkonsistenz anhand vereinbarter Spezifikationen bewertet werden.

Zu den möglichen Qualitätskontrollparametern gehören:

• Nomineller Partikeldurchmesser

• Partikelgrößenverteilung

• Variationskoeffizient der Partikelgröße

• Aussehen der Federung

• Feststoffgehalt

• Konsistenz der Streptavidin-Beschichtung

• Biotin-Bindungskapazität

• Dispersionsleistung

• Aggregatebene

• Hintergrundfluoreszenz

• Partikelrückgewinnung

• Mikrobielle Kontrolle

• Verpackungsintegrität

• Lagerstabilität

Biotin-Bindungskapazität

Die Bindungskapazität kann mithilfe einer definierten biotinylierten Sonde gemessen werden.

Der gemeldete Wert hängt ab von:

• Sondentyp

• Molekulare Größe

• Anzahl der Biotingruppen

• Testpuffer

• Inkubationszeit

• Erkennungsmethode

• Berechnungsgrundlage

Beim Vergleich von Produkten oder Produktionschargen ist die Prüfmethode anzugeben.

Durchflusszytometrie-QC

Ein auf Durchflusszytometrie basierendes QC-Verfahren kann Folgendes bewerten:

• Position der Mikrosphärenpopulation

• Reporterfluoreszenz nach Bindung einer Standardsonde

• Verteilungsbreite

• Prozentsatz positiver Ereignisse

• Hintergrundtrennung

• Wiederholbarkeit

• Gesamtbevölkerung

Beim Vergleich von Chargen sollten die gleichen Geräte- und Erfassungseinstellungen verwendet werden.

Chargenspezifische Dokumentation

Zu den verfügbaren Unterlagen können gehören:

• Analysezertifikat

• Produktspezifikation

• Ergebnisse zur Partikelgröße

• Ergebnisse zum Feststoffgehalt

• Ergebnisse zur Bindungskapazität

• Sicherheitsdatenblatt

• Handhabungshinweise

• Lagerungsempfehlungen

• Chargennummer und Produktionsdatum

Erforderliche Tests und Abnahmegrenzen sollten vor der Massenproduktion vereinbart werden.

Massenfertigung und kundenspezifische Anpassung

Shanghai SanYu Biotechnology Co., Ltd. unterstützt Streptavidin-Mikrosphärenprojekte von der Forschungsbewertung bis zur Massenproduktion.

Auswertung von Forschungsproben

Zur Beurteilung können Proben verwendet werden:

• Mikrosphärenerkennung

• Streptavidin-Aktivität

• Bindung biotinylierter Liganden

• Partikeldispersion

• Unspezifische Bindung

• Kompatibilität mit Durchflusszytometrie

• Machbarkeit des Tests

Produktion im Pilotmaßstab

Pilotchargen können Folgendes unterstützen:

• Optimierung der Ligandenbeladung

• Assay-Entwicklung

• Stabilitätsprüfung

• Verpackungsbewertung

• Entwicklung von Methoden zur Qualitätskontrolle

• Kundenüberprüfung

• Prozessübertragung

Massenproduktion

Die Massenproduktion kann arrangiert werden, nachdem die Produktspezifikationen und Qualitätsanforderungen bestätigt wurden.

Zu den für die Projektbewertung erforderlichen Informationen können gehören:

• Benötigte Menge

• Erwarteter Jahresbedarf

• Bevorzugte Packungsgröße

• Verwendungszweck

• Erforderlicher Partikeldurchmesser

• Erforderlicher Feststoffgehalt

• Erforderliche Bindungskapazität

• Anforderungen an den Suspensionspuffer

• Konservierungsbeschränkungen

• Anforderungen an die Qualitätskontrolle

• Dokumentationsanforderungen

• Lieferplan

• Lieferziel

Benutzerdefinierte Partikelgrößen

Für qualifizierte Projekte können alternative Partikeldurchmesser besprochen werden.

Die Partikelgröße beeinflusst:

• Teilchenzahl

• Kollektive Oberfläche

• Setzverhalten

• Durchflusszytometrie-Erkennung

• Waschen und Wiederherstellen

• Assay-Kinetik

• Beladung von Biomolekülen

Benutzerdefinierte Streptavidin-Beladung

Je nach Projektanforderungen und technischer Machbarkeit können unterschiedliche Streptavidin-Beschichtungsgrade oder Bindungskapazitätsspezifikationen bewertet werden.

Benutzerdefinierte Fluoreszenzkodierung

Für Multiplex-Durchflusszytometrieprojekte können intern fluoreszierende oder farbcodierte Streptavidin-Mikrokügelchen diskutiert werden.

Zu den möglichen Anpassungsanweisungen gehören:

• Verschiedene Fluoreszenzfarben

• Unterschiedliche Fluoreszenzintensitäten

• Mehrere interne Codes

• Alternative Anregungs- und Emissionswellenlängen

Kundenspezifische Konzentration und Verpackung

Mögliche Optionen können sein:

• Alternative Feststoffkonzentrationen

• Probengrößen im Labor

• Pakete im Pilotmaßstab

• Großbehälter

• Kundenspezifische Füllmengen

• OEM-Etiketten

• Kundenspezifische Katalognummern

Empfehlungen zur Handhabung und Lagerung

Befolgen Sie die auf dem Etikett des Endprodukts, dem technischen Datenblatt und dem Analysezertifikat angegebenen Lagerbedingungen.

Zu den allgemeinen Empfehlungen gehören:

• Wenn angegeben, gekühlt lagern.

• Nicht einfrieren, es sei denn, die Gefrier-Tau-Stabilität wurde bestätigt.

• Halten Sie den Behälter fest verschlossen.

• Lagern Sie das Fläschchen aufrecht.

• Schützen Sie proteinbeschichtete Mikrosphären vor Kontamination.

• Vor der Probenahme gründlich mischen.

• Vermeiden Sie es, die Partikel trocknen zu lassen.

• Verwenden Sie saubere Pipettenspitzen und Röhrchen mit geringer Bindung.

• Geben Sie verdünntes Material nicht in die Originalflasche zurück.

• Vermeiden Sie eine längere Lagerung vorbereiteter Arbeitsverdünnungen.

• Notieren Sie die Chargennummer und das Eröffnungsdatum.

Resuspension

Während der Lagerung können sich Mikrokügelchen absetzen.

Vor dem Gebrauch:

1. Lassen Sie die Durchstechflasche die empfohlene Handhabungstemperatur erreichen.

2. Drehen Sie das Fläschchen vorsichtig um oder drehen Sie es.

3. Wenden Sie kontrolliertes Vortexen an, wenn dies zulässig ist.

4. Stellen Sie sicher, dass die Suspension homogen ist.

5. Auf sichtbare oder irreversible Aggregate prüfen.

Vermeiden Sie Einfrieren

Das Einfrieren kann zur Aggregation der Mikrokügelchen führen und die Streptavidin-Bindungsaktivität verringern.

Gefrorene Produkte sollten vor der Verwendung bewertet werden und es darf nicht davon ausgegangen werden, dass sie der ursprünglichen Spezifikation entsprechen.

Vermeiden Sie eine Kontamination mit freiem Biotin

Puffer, Blockierungsreagenzien, Proben oder Ergänzungsmittel, die freies Biotin enthalten, können Streptavidin-Bindungsstellen besetzen.

Überprüfen Sie alle Testkomponenten, wenn eine unerwartet niedrige Ligandenbindung beobachtet wird.

Häufig gestellte Fragen

Was ist SAPS1UM-10?

SAPS1UM-10 ist eine 1 µm dicke, mit Streptavidin beschichtete Mikrokügelchensuspension mit 1 % Feststoffgehalt, die für die Bindung biotinylierter Moleküle in der Durchflusszytometrie und Bead-basierten Assay-Forschung entwickelt wurde.

Wer stellt SAPS1UM-10 her?

SAPS1UM-10 wird von Shanghai SanYu Biotechnology Co., Ltd. geliefert.

Wie groß ist der Partikeldurchmesser?

Der nominale Partikeldurchmesser beträgt 1 µm.

Der gemessene Durchmesser und die Partikelgrößenverteilung sollten anhand der chargenspezifischen Dokumentation bestätigt werden.

Wie hoch ist der Feststoffgehalt?

SAPS1UM-10 wird mit 1 % Feststoffgehalt geliefert.

Sind die Mikrokügelchen magnetisch?

Man sollte nicht davon ausgehen, dass SAPS1UM-10 magnetisch ist, es sei denn, die magnetischen Eigenschaften sind ausdrücklich in der Produktspezifikation angegeben.

Die Trenn- und Waschverfahren sollten entsprechend der bestätigten Partikelmatrix ausgewählt werden.

Sind die Mikrokügelchen fluoreszierend?

Es sollte nicht davon ausgegangen werden, dass das Standardprodukt SAPS1UM-10 einen internen Fluoreszenzfarbstoff enthält, es sei denn, Fluoreszenz ist in der Spezifikation ausdrücklich aufgeführt.

Die durchflusszytometrische Erkennung kann Streuung oder Fluoreszenz eines gebundenen Reporters nutzen.

Welche Moleküle können sich an die Mikrokügelchen binden?

Die Streptavidin-Oberfläche kann zum Einfangen biotinylierter Antikörper, Proteine, Peptide, Oligonukleotide, DNA, RNA, Aptamere und anderer biotinhaltiger Moleküle verwendet werden.

Können Antikörper direkt gebunden werden?

Durch die Streptavidin-Biotin-Wechselwirkung kann ein biotinylierter Antikörper gebunden werden.

Ein unmodifizierter Antikörper wird über diesen Mechanismus nicht spezifisch binden, es sei denn, er wird zuerst biotinyliert oder über ein anderes kompatibles Reagenz verbunden.

Ist eine EDC/NHS-Aktivierung erforderlich?

Eine EDC/NHS-Aktivierung ist im Allgemeinen nicht erforderlich, wenn ein biotinyliertes Molekül an eine mit Streptavidin beschichtete Mikrosphäre gebunden wird.

Wie groß ist die Bindungsfähigkeit?

Die Bindungskapazität sollte anhand des Chargen-spezifischen Analysezertifikats oder der technischen Spezifikation bestätigt werden.

Sie sollte nicht allein aus dem Feststoffgehalt berechnet werden.

Kann SAPS1UM-10 in der Durchflusszytometrie verwendet werden?

Ja. Es kann in Durchflusszytometrie-Bead-Assays ausgewertet werden, vorausgesetzt, dass das Gerät die 1-µm-Partikelpopulation oder das zugehörige Fluoreszenz-Reportersignal erkennen kann.

Kann ein herkömmliches Durchflusszytometer 1 µm große Mikrokügelchen erkennen?

Die Erkennung ist geräteabhängig.

Einige herkömmliche Durchflusszytometer können 1-µm-Partikel mithilfe optimierter Streuungseinstellungen auflösen, während andere möglicherweise eine durch Fluoreszenz ausgelöste Detektion oder eine Durchflusszytometrieplattform für kleine Partikel erfordern.

Kann SAPS1UM-10 in einem Sandwich-Immunoassay verwendet werden?

Ja. Ein biotinylierter Fängerantikörper kann auf der Mikrosphäre immobilisiert werden, gefolgt von der Zielerfassung und Detektion mit einem fluoreszierenden Reporterantikörper.

Alle Testbedingungen müssen experimentell optimiert werden.

Kann das Produkt für Nukleinsäuretests verwendet werden?

Ja. Biotinylierte Oligonukleotide, DNA, RNA, PCR-Produkte und Aptamere können auf Immobilisierung oder Zielerfassung untersucht werden.

Kann SAPS1UM-10 in Multiplex-Assays verwendet werden?

Es kann in ein Multiplexsystem integriert werden, wenn die Partikelpopulation von anderen Mikrosphärenpopulationen unterschieden werden kann.

Möglicherweise ist eine angepasste Strategie zur Fluoreszenzkodierung erforderlich.

Wie sollten die Mikrosphären gewaschen werden?

Die Waschmethode hängt von der Partikelmatrix, der Dichte, dem Puffer und dem Verarbeitungsvolumen ab.

Zentrifugation oder membranbasierte Methoden können für die Rückgewinnung evaluiert und validiert werden.

Warum ist die Rückgewinnung der Mikrokügelchen nach dem Waschen gering?

Mögliche Ursachen sind:

• Unzureichende Zentrifugalkraft

• Kurze Zentrifugationszeit

• Verlust beim Entfernen des Überstands

• Partikelanhaftung an Rohren

• Membranretention

• Aggregation

• Falsche Partikeltrennungsmethode

Wie kann unspezifische Bindung reduziert werden?

Optimieren Sie das Blockierungsmittel, die Waschbedingungen, den Waschmittelgehalt, die Konzentration des Fängerliganden, die Reporterkonzentration, die Inkubationszeit und die Probenverdünnung.

Können Puffer mit freiem Biotin verwendet werden?

Freies Biotin kann mit dem biotinylierten Fängermolekül um Streptavidin-Bindungsstellen konkurrieren und sollte während der Ligandenimmobilisierung generell vermieden werden.

Sollte das Produkt vor der Anwendung verdünnt werden?

Ja. Die Arbeitskonzentration sollte entsprechend der erforderlichen Partikelanzahl, dem Testvolumen, der Ereignisrate und der Bindungskapazität ausgewählt werden.

Wie sollte SAPS1UM-10 gemischt werden?

Vorsichtig umdrehen, drehen oder kontrolliert vortexen, bis die Suspension homogen ist.

Vermeiden Sie übermäßiges Schäumen und harte Behandlung.

Kann das Produkt eingefroren werden?

Ein Einfrieren wird im Allgemeinen nicht empfohlen, da es zu einer irreversiblen Aggregation und einem Verlust der funktionellen Aktivität führen kann.

Ist eine Massenproduktion möglich?

Ja. Shanghai SanYu Biotechnology Co., Ltd. unterstützt die Probenbewertung, Pilotchargen, wiederholte Bestellungen und die Massenfertigung.

Können Partikelgröße oder -konzentration individuell angepasst werden?

Alternative Partikelgrößen, Feststoffkonzentrationen, Packungsgrößen, Streptavidin-Beschichtungsgrade und Fluoreszenzkodierungsoptionen können je nach technischer Machbarkeit diskutiert werden.

Welche Informationen werden für ein Angebot benötigt?

Bitte geben Sie Folgendes an:

• Produktkatalognummer

• Benötigte Menge

• Erwarteter Jahresbedarf

• Bevorzugte Packungsgröße

• Verwendungszweck

• Durchflusszytometer-Modell

• Erforderliche Partikelanzahl pro Test

• Art des biotinylierten Moleküls

• Erforderliche Bindungskapazität

• Pufferbeschränkungen

• Konservierungsbeschränkungen

• Anforderungen an die Qualitätskontrolle

• Dokumentationsanforderungen

• Lieferziel

Fordern Sie ein Muster- oder Massenangebot an

SAPS1UM-10 1 µm Streptavidin-Mikrosphären bieten eine flexible Partikelplattform für die Immobilisierung biotinylierter Biomoleküle, Durchflusszytometrie-Bead-Assays, Immunoassay-Forschung, Proteinbindungsstudien, Nukleinsäure-Einfang und die Herstellung von Forschungsreagenzien.

Das Produkt bietet:

• 1 µm nominaler Partikeldurchmesser

• Streptavidin-beschichtete Oberfläche

• 1 % Feststoffsuspension

• Einfangen biotinylierter Biomoleküle

• Kompatibilität mit Fluoreszenz-Reporter-Assays

• Lieferung von Muster- und Pilotchargen

• Fähigkeit zur Massenfertigung

• Unterstützung bei der kundenspezifischen Produktentwicklung

Geben Sie für die Probenbewertung oder den Großeinkauf die beabsichtigte Anwendung, die erforderliche Menge, das biotinylierte Molekül, die gewünschte Bindungskapazität, die Konfiguration des Durchflusszytometers, die Verpackungsanforderungen und die Qualitätskontrollspezifikationen an.

Produktname: 1 µm Streptavidin-Mikrosphären
Katalognummer: SAPS1UM-10
Hersteller: Shanghai SanYu Biotechnology Co., Ltd.
Nomineller Partikeldurchmesser: 1 µm
Oberflächenmodifikation: Streptavidin
-Feststoffgehalt: 1 %
Hauptanwendung: Durchflusszytometrie und Bead-Assay-Forschung
Versorgungskapazität: Proben, Pilotchargen und Massenproduktion
Verwendungszweck: Nur für Forschungszwecke. Nicht für diagnostische oder therapeutische Zwecke.